Topoisomerase tipo II

As topoisomerases tipo II são topoisomerases que cortam ambas as cadeias da hélice do ADN simultaneamente para solucionar os enredos e superenrolamentos do ADN. Utilizam a hidrólise do ATP, ao contrário da topoisomerase tipo I. Neste processo, estas enzimas alteram o número de ligação (ou índice de ligação) do ADN circular em ±2. As topoisomerases são enzimas ubiquas, encontradas em todos os organismos vivos.

Em animais, a topoisomerase II é um alvo da quimioterapia. Em procariotas, a girase é um alvo antibacteriano. Estas enzimas são interessantes para uma ampla variedade de efeitos.

Função

As topoisomerases tipo II aumentam ou diminuem o número de ligação de um ciclo de ADN em 2 unidades, e promovem o desenredar dos cromossomas. Por exemplo, a ADN girase, uma topoisomerase de tipo II de Escherichia coli e da maioria dos demais procariotas, introduz superenrolamentos negativos e diminui o número de ligação em 2. A girase também pode eliminar os nós do cromossoma bacteriano. Juntamente com a girase, a maioria dos procariotas também contém uma segunda topoisomerase tipo IIA, denominada topoisomerase IV. A girase e a topoisomerase IV diferenciam-se nos seus domínios C-terminais, que se crê determinarem a especificidade do substrato e a funcionalidade destas duas enzimas. A determinação das impressões da girase (footprints) indica que a girase, que forma uma impressão de 140 pares de bases e envolve o ADN, introduz superenrolamentos negativos, enquanto a topoisomerase IV, que as forma de 28 pares de bases, não envolve o ADN.

As topoisomerases tipo II eucariotas não podem introduzir superenrolamentos; apenas podem relaxá-los.

As funções das topoisomerases tipo IIB são menos conhecidas. Ao contrário das topoisomerases de tipo IIA, as de tipo IIB não podem simplificar a topologia do ADN (ver abaixo), mas partilham várias características estruturais com as topoisomerases IIA.

Simplificação da topologia

As topoisomerases tipo IIA são essenciais para a separação de cadeias filhas enredadas durante a replicação. Crê-se que esta função é realizada pela topoisomerase II em eucariotas e pela topoisomerase IV em procariotas. Falhas no momento de separar estas cadeias originam a morte da célula. As topoisomerases tipo IIA têm a capacidade especial de relaxar o ADN a um estado abaixo do equilíbrio termodinâmico, uma característica diferente da apresentada pelas topoisomerases de tipo IA, IB e IIB. Esta capacidade, conhecida como simplificação da topologia, foi identificada por Rybenkov et al. A hidrólise do ATP causa esta simplificação, mas ainda não se conhece um mecanismo molecular claro para a mesma. Foram propostos vários modelos para explicar este fenómeno, incluindo dois modelos que dependem da capacidade das topoisomerases tipo IIA de reconhecer duplexes de ADN dobrados. A bioquímica, a microscopia eletrónica e as recentes estruturas conhecidas de topoisomerases II ligadas ao ADN revelam que as topoisomerases tipo IIA se ligam aos ápices do ADN, o que apoia este modelo.

Classificação

Existem duas subclasses de topoisomerase de tipo II: IIA e IIB.

As topoisomerases tipo IIA compreendem as enzimas ADN girase, topoisomerase II eucariota (topo II), e topoisomerase IV bacteriana (topo IV). Estas enzimas abrangem todos os domínios da vida e são essenciais para a função.

As topoisomerases tipo IIB são distintas do ponto de vista estrutural e bioquímico, e o membro prototípico é a topoisomerase VI (topo VI). As topoisomerases tipo IIB encontram-se em arqueas e algumas plantas superiores.

Alguns organismos, incluindo os humanos, têm duas isoformas de topoisomerase II: alfa e beta. Em cancros, a topoisomerase IIα expressa-se profusamente em células proliferativas. Em certos cancros, como os tumores da bainha de nervos periféricos, a alta expressão da sua proteína codificada está também associada a um mau prognóstico de sobrevivência do paciente.

As duas classes de topoisomerases possuem um mecanismo de passagem de cadeia semelhante e estrutura de domínios (ver abaixo), mas também têm diferenças importantes. As topoisomerases tipo IIA formam quebras de cadeia dupla com extremidades coesas que sobressaem em quatro pares de bases, enquanto as topoisomerases tipo IIB formam quebras de cadeia dupla com extremidades que sobressaem em duas bases. Além disso, as topoisomerases tipo IIA podem simplificar a topologia do ADN, enquanto as tipo IIB não.

Estrutura

Tipo IIA

Estrutura esquemática da girase, orientada invertida em comparação com outros exemplos no artigo.
Estrutura da topoisomerase II de levedura ligada a um duplex de ADN de 34mer com dupla incisão (PDB 2RGR). O pregueamento Toprim está colorido a ciano; o ADN a alaranjado; o HTH a magenta, e a porta C a púrpura. Note-se que o ADN está dobrado ~160 graus à altura de uma isoleucina invariante (Ile833 em leveduras).

As topoisomerases tipo IIA constam de vários motivos chave:

um domínio de ATPase GHKL N-terminal (na girase, Hsp90, histidina quinase e MutL),

um domínio Toprim (uma subclasse do pregueamento Rossmann), que existe em ambos os tipos de topoisomerase II, as topoisomerases de tipo IA e a primase bacteriana (DnaG),

um núcleo central de ligação ao ADN (que forma estruturalmente uma estrutura em forma de coração), e

um domínio C-terminal (CTD) variável.

As topoisomerases tipo II eucariotas são homodímeros (A2), enquanto as procariotas são heterodímeros (A2B2). Os procariotas têm um domínio ATPase e o pregueamento Toprim num polipéptido (Pfam PF00204), enquanto o núcleo de clivagem do ADN e o CTD estão situados no segundo polipéptido (Pfam PF00521). Na girase, o primeiro polipéptido denomina-se GyrB e o segundo polipéptido chama-se GyrA. Na topo IV, o primeiro polipéptido denomina-se ParE e o segundo ParC. Ambas as assinaturas de Pfam encontram-se na topoisomerase eucariota de uma só cadeia.

As estruturas do domínio ATPase N-terminal da girase e a região ATPase da topoisomerase II de levedurasPDB 1PVG; foram resolvidas em complexo com AMPPNP (um análogo do ATP), mostrando que dois domínios de ATPase se dimerizam para formar uma conformação fechada. Na girase, a estrutura tem um buraco substancial no meio, onde se supõe que se acomoda o segmento T (T de transporte).

Unindo o domínio ATPase ao pregueamento Toprim existe um elemento helicoidal conhecido como domínio transdutor. Pensa-se que este domínio comunica o estado nucleotídico do domínio ATPase ao resto da proteína. Modificações deste domínio afetam a atividade da topoisomerase, e o trabalho estrutural realizado pelo grupo liderado por Verdine mostra que o estado com ATP afeta a orientação do domínio transdutor.

O núcleo central da proteína contém um pregueamento Toprim e um núcleo de ligação ao ADN que contém um domínio de hélice alada (WHD), frequentemente denominado domínio CAP, já que foi identificado inicialmente como semelhante à proteína ativadora por catabolito WHD. A tirosina catalítica situa-se neste WHD. O pregueamento Toprim é um pregueamento Rossmann que contém três resíduos ácidos invariantes que se coordenam com iões magnésio implicados na clivagem e na religação do ADN. A estrutura do pregueamento Toprim e o núcleo de ligação ao ADN da topoisomerase II de leveduras foi resolvida pela primeira vez por Berger e Wang,PDB 1BGW; e o primeiro núcleo de ligação ao ADN da girase foi resolvido por Morais Cabral et al.PDB 1AB4; A estrutura resolvida por Berger revelou pistas importantes sobre a função da enzima. O núcleo de ligação ao ADN consta do WHD, o qual origina um domínio torre. Uma região superenrolada origina um domínio C-terminal que forma a principal interface do dímero para este estado cristalino (que se costuma denominar porta C). Embora a estrutura da topoisomerase II original mostre uma situação na qual os WHDs estão separados por uma grande distância, a estrutura da girase mostra uma conformação fechada, na qual os WHDs estão próximos.

O núcleo da topoisomerase II foi posteriormente resolvido em novas conformações, entre elas uma por Fass et al.PDB 1BJT; A estrutura de Fass mostra que o domínio Toprim é flexível e que esta flexibilidade pode permitir que dito domínio se coordene com o WHD para formar um complexo de clivagem competente. Isto foi finalmente solucionado pela estrutura obtida por Dong et al., que foi resolvida na presença de ADN. Esta última estrutura mostrou que o domínio Toprim e o WHD formavam um complexo de clivagem muito semelhante ao das topoisomerases de tipo IA e indicava que a ligação e clivagem do ADN podiam estar desacopladas; a estrutura obtida mostrou que o ADN estava dobrado cerca de ~150 graus à altura de uma isoleucina invariante (na topoisomerase II é a I833 e na girase é a I172). Este mecanismo de dobramento recorda o da integração do fator hospedeiro (IHF) e HU, que são duas proteínas arquiteturais de bactérias. Além disso, embora as estruturas prévias do núcleo de ligação ao ADN tivessem a porta C fechada, esta estrutura capturou a porta aberta, um passo fundamental no mecanismo de duas portas (ver abaixo).

Mais recentemente, resolveram-se várias estruturas com ADN ligado numa tentativa de compreender tanto o mecanismo químico para a clivagem do ADN como as bases estruturais da inibição da topoisomerase por venenos antibacterianos. A primeira arquitetura completa da ADN girase de Escherichia coli foi resolvida por microscopia crioeletrónica a uma resolução quase atómica. O complexo da nucleoproteína foi capturado com um longo duplex de ADN e gepotidacina, um novo inibidor de topoisomerase bacteriano.

A região C-terminal das topoisomerases procariotas resolveu-se em muitas espécies. A primeira estrutura de um domínio C-terminal da girase foi resolvida por Corbett et al.PDB 1SUU; As estruturas formavam um novo barril beta, que dobra o ADN ao envolver o ácido nucleico ao seu redor. Propôs-se que o dobramento do ADN pela girase era um mecanismo chave na capacidade da girase de introduzir superenrolamentos negativos no ADN. Isto é consistente com dados de impressões da girase que mostram que esta tem uma impressão de 140 pares de bases. Tanto os domínios C-terminais da girase como da topoisomerase IV dobram o ADN, mas apenas a girase introduz superenrolamentos negativos.

Ao contrário da função bem conhecida do domínio C-terminal das topoisomerases procariotas, a função desta região na topoisomerase II eucariota ainda não é clara. Estudos sugeriram que esta região é regulada por fosforilação e que isto modula a atividade da topoisomerase, embora seja necessária mais investigação.

Tipo IIB

Estrutura da topo VI (PDB 2Q2E) numa orientação semelhante ao exemplo de levedura. As cadeias estão coloridas de forma distinta. O domínio Toprim fica na parte de cima e o domínio de ATPase na parte inferior; cada uma forma uma porta ADN.

A organização das topoisomerases tipo IIB é semelhante à das de tipo IIA, exceto que todas as de tipo IIB procedem de dois genes e formam heterotetrámeros. Um gene, denominado topo VI-B (já que recorda a gyrB), contém o domínio de ATPase, um domínio transdutor (Pfam PF09239), e um domínio H2TH de pregueamento semelhante a Ig C-terminal (Pfam PF18000). O segundo gene, denominado topo VI-A (Pfam PF04406), contém o WHD e o domínio Toprim.

O domínio ATPase da topo VI B foi resolvido em muitos estados nucleotídicos.PDB 1MU5; Recorda estreitamente o domínio GHKL da topo II e MutL e mostra que o estado nucleotídico (ADP face a ATP) tem efeitos na orientação do domínio transdutor.

A estrutura da topo VI-A foi resolvida por Bergerat et al. mostrando que o HTH e o pregueamento Toprim têm uma nova conformação comparada com a da topo IIA.

Recentemente foi resolvida uma estrutura do complexo topo VI A/B, mostrando uma conformação aberta e fechada, que são dois estados previstos pelo mecanismo de duas portas (ver abaixo). Estas estruturas, das quais uma é uma estrutura de cristalografia de raios X e a outra é uma reconstrução de dispersão de raios X de ângulo pequeno (SAXS), mostram que o domínio ATPase pode estar aberto ou fechado.PDB 2Q2E;

Mecanismo de ação

Passagem da cadeia

A topoisomerase tipo IIA opera através de um mecanismo de "duas portas" ou cancelas (two gates, que é uma notação histórica), que é apoiado pela bioquímica

Uma cadeia de ADN, chamada porta (gate) ou segmento G, liga-se a uma porta de ligação ao ADN central (porta ADN). Uma segunda cadeia de ADN, chamada transporte ou segmento T, é capturada por dimerização do domínio ATPase N-terminal (porta ATPase) quando se ligam duas moléculas de ATP. A hidrólise de ATP e a libertação de um fosfato inorgânico leva à clivagem do segmento G, e as tirosinas catalíticas formam uma ligação fosfotirosina covalente na extremidade 5' do ADN. Isto cria um troço coeso de quatro bases e uma quebra de cadeia dupla no segmento G. À medida que a porta de ligação ao ADN se separa, o segmento T é transferido através do segmento G. O segmento G é selado, fazendo com que a porta C-terminal (porta C) se abra, permitindo a libertação do segmento T. A libertação do produto ADP origina a reinicialização do sistema e permite que seja capturado um segundo segmento T.

As topoisomerases tipo IIB funcionam de forma semelhante, exceto que a proteína forma uma extremidade coesa de duas bases no segmento G e a porta C-terminal está completamente ausente.

Clivagem do ADN

No mecanismo de passagem da cadeia, a clivagem do ADN é essencial para que o segmento T possa ser transferido através do segmento G. O mecanismo de clivagem do ADN pelas topoisomerases tipo IIA foi recentemente objeto de muitos estudos bioquímicos e de biologia estrutural.

Catenação

A catenação é o processo pelo qual duas cadeias de ADN circulares se ligam entre si como elos de uma corrente. Isto ocorre após a replicação do ADN, onde duas cadeias simples se concatenam e podem continuar a replicar-se mas não separar-se em células filhas distintas. Como as topoisomerases tipo II podem quebrar uma cadeia dupla, podem reparar esse estado (as topoisomerases tipo I apenas podem fazer isto se já houver uma incisão de cadeia simples), e a célula filha pode continuar a ter o número correto de cromossomas. O ADN linear em eucariotas é tão longo que pode ser considerado na prática como se não tivesse extremidades; as topoisomerases tipo II são necessárias por essa razão.

Inibição

As pequenas moléculas que se ligam às topoisomerases tipo II dividem-se em duas classes: inibidores e venenos. Devido à sua presença frequente nas células eucariotas proliferativas, os inibidores das topoisomerases tipo II foram estudados intensamente e utilizados como medicamentos contra o cancro.

Entre os inibidores das topoisomerases tipo II estão o HU-331, ICRF-187, ICRF-193 e mitindomida. Estas moléculas funcionam inibindo a atividade de ATPase ao atuarem como inibidores não competitivos para o ATP. Isto foi demonstrado em estudos estruturais e bioquímicos realizados pelo grupo de Lindsley.

Entre os venenos que afetam as topoisomerases tipo II estão a doxorrubicina, o etopósido, a novobiocina, as quinolonas (incluindo a ciprofloxacina) e o tenipósido. Estas pequenas moléculas ligam-se ao complexo ADN-proteína. Algumas destas moléculas levam ao aumento da clivagem, enquanto outras, como o etopósido, inibem a religação.

O fármaco antitumoral experimental m-AMSA (4'-(9'-acridinilamino)metanossulfon-m-anisidida) também inibe a topoisomerase tipo II. Os venenos de topoisomerases têm sido amplamente usados em terapias anticancerígenas e antibacterianas. Embora os compostos antibacterianos como a ciprofloxacina afetem a girase bacteriana, não conseguem inibir as topoisomerases tipo IIA eucariotas. Além disso, as bactérias resistentes a fármacos têm frequentemente uma mutação pontual na girase (Serina79Alanina em E. coli) que faz com que as quinolonas não sejam eficazes.[carece de fontes]? Estudos estruturais recentes levaram à descoberta de um composto que já não depende destes resíduos e, portanto, é eficaz contra as bactérias resistentes a fármacos.[carece de fontes]?

Girase do bacteriófago T4

A girase do bacteriófago T4 (uma topoisomerase tipo II) é uma proteína multissubunidade que consta dos produtos dos genes 39, 52 e provavelmente 60. Catalisa o relaxamento do ADN super-helicoidal negativo ou positivo e é empregada na replicação do ADN do fago durante a infeção do hospedeiro bacteriano E. coli. O gene da proteína 52 do fago partilha homologia com a subunidade gyrA da girase de E. coli e o gene da proteína 39 do fago partilha homologia com a subunidade gyrB. Como a ADN girase do hospedeiro E. coli pode compensar parcialmente a perda dos produtos do gene do fago T4, os mutantes defectivos nos genes 39, 52 ou 60 não suprimem completamente a replicação do ADN do fago, mas atrasam o seu início. A velocidade de elongação do ADN não é tão lenta como no tipo selvagem nessas infeções por mutantes. Os mutantes defectivos nos genes 39, 52 ou 60 mostram um aumento da recombinação genética, bem como um aumento das mutações por substituição de bases e deleçãos, sugerindo que a síntese de ADN compensada pelo hospedeiro é menos exata do que a dirigida pelo fago de tipo selvagem. Um mutante defectivo no gene 39 mostra um aumento de sensibilidade à inativação por irradiação ultravioleta durante o estágio de infeção do fago após a iniciação da replicação do ADN, quando estão presentes muitas cópias do cromossoma do fago. Os mutantes defectivos nos genes 39, 52 e 60 apresentam uma redução da capacidade de levar a cabo a reativação de multiplicidade, uma forma de reparação recombinacional que pode lidar com diferentes tipos de danos no ADN.A especificidade da girase pelo genoma de bactérias E. coli não infetadas também parece participar na reparação recombinacional, proporcionando um ponto de iniciação para o intercâmbio de cadeias recíproco impulsionado pela proteína RecA.

Notas

Referências

  1. ↑ Deweese JE, Osheroff N (fevereiro de 2009). «The DNA cleavage reaction of topoisomerase II: wolf in sheep's clothing». Nucleic Acids Research. 37 (3): 738–748. PMC 2647315Acessível livremente. PMID 19042970. doi:10.1093/nar/gkn937
  2. ↑ Reece RJ, Maxwell A (1991). «DNA gyrase: structure and function». Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology. 26 (3–4): 335–375. PMID 1657531. doi:10.3109/10409239109114072
  3. ↑ Rybenkov VV, Ullsperger C, Vologodskii AV, Cozzarelli NR (agosto de 1997). «Simplification of DNA topology below equilibrium values by type II topoisomerases». Nova Iorque, N.Y. Science. 277 (5326): 690–3. PMID 9235892. doi:10.1126/science.277.5326.690
  4. ↑ Vologodskii AV, Zhang W, Rybenkov VV, Podtelezhnikov AA, Subramanian D, Griffith JD, Cozzarelli NR (março de 2001). «Mechanism of topology simplification by type II DNA topoisomerases». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 98 (6): 3045–9. Bibcode:2001PNAS...98.3045V. PMC 30604Acessível livremente. PMID 11248029. doi:10.1073/pnas.061029098
  5. ↑ Reece RJ, Maxwell A (janeiro de 1991). «DNA gyrase: structure and function». Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology. 26 (3–4): 335–75. PMID 1657531. doi:10.3109/10409239109114072
  6. ↑ Buhler C, Lebbink JH, Bocs C, Ladenstein R, Forterre P (outubro de 2001). «DNA topoisomerase VI generates ATP-dependent double-strand breaks with two-nucleotide overhangs». The Journal of Biological Chemistry. 276 (40): 37215–22. PMID 11485995. doi:10.1074/jbc.M101823200
  7. ↑ Wigley DB, Davies GJ, Dodson EJ, Maxwell A, Dodson G (junho de 1991). «Crystal structure of an N-terminal fragment of the DNA gyrase B protein». Nature. 351 (6328): 624–9. Bibcode:1991Natur.351..624W. PMID 1646964. doi:10.1038/351624a0
  8. ↑ Classen S, Olland S, Berger JM (setembro de 2003). «Structure of the topoisomerase II ATPase region and its mechanism of inhibition by the chemotherapeutic agent ICRF-187». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 100 (19): 10629–34. Bibcode:2003PNAS..10010629C. PMC 196855Acessível livremente. PMID 12963818. doi:10.1073/pnas.1832879100
  9. ↑ Wei H, Ruthenburg AJ, Bechis SK, Verdine GL (novembro de 2005). «Nucleotide-dependent domain movement in the ATPase domain of a human type IIA DNA topoisomerase» (PDF). The Journal of Biological Chemistry. 280 (44): 37041–7. PMID 16100112. doi:10.1074/jbc.M506520200 [ligação inativa]
  10. ↑ Aravind L, Leipe DD, Koonin EV (setembro de 1998). «Toprim--a conserved catalytic domain in type IA and II topoisomerases, DnaG-type primases, OLD family nucleases and RecR proteins». Nucleic Acids Research. 26 (18): 4205–13. PMC 147817Acessível livremente. PMID 9722641. doi:10.1093/nar/26.18.4205
  11. ↑ Berger JM, Gamblin SJ, Harrison SC, Wang JC (janeiro de 1996). «Structure and mechanism of DNA topoisomerase II». Nature. 379 (6562): 225–32. Bibcode:1996Natur.379..225B. PMID 8538787. doi:10.1038/379225a0
  12. ↑ Morais Cabral JH, Jackson AP, Smith CV, Shikotra N, Maxwell A, Liddington RC (agosto de 1997). «Crystal structure of the breakage-reunion domain of DNA gyrase». Nature. 388 (6645): 903–6. Bibcode:1997Natur.388..903M. PMID 9278055. doi:10.1038/42294
  13. ↑ Fass D, Bogden CE, Berger JM (abril de 1999). «Quaternary changes in topoisomerase II may direct orthogonal movement of two DNA strands». Nature Structural Biology. 6 (4): 322–6. PMID 10201398. doi:10.1038/7556 e outra por Dong et al.PDB 2RGR; Dong KC, Berger JM (dezembro de 2007). «Structural basis for gate-DNA recognition and bending by type IIA topoisomerases». Nature. 450 (7173): 1201–5. Bibcode:2007Natur.450.1201D. PMID 18097402. doi:10.1038/nature06396
  14. ↑ Vanden Broeck A, Lotz C, Ortiz J, Lamour V (outubro de 2019). «Cryo-EM structure of the complete E. coli DNA gyrase nucleoprotein complex». Nature Communications. 10 (1 (número de artigo: 4935)). Bibcode:2019NatCo..10.4935V. PMC 6821735Acessível livremente. PMID 31666516. doi:10.1038/s41467-019-12914-y
  15. ↑ Corbett KD, Shultzaberger RK, Berger JM (maio de 2004). «The C-terminal domain of DNA gyrase A adopts a DNA-bending beta-pinwheel fold». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (19): 7293–8. Bibcode:2004PNAS..101.7293C. PMC 409912Acessível livremente. PMID 15123801. doi:10.1073/pnas.0401595101 e o domínio C-terminal da topoisomerase IV foi resolvido por Corbett et al.PDB 1zvt; Corbett KD, Schoeffler AJ, Thomsen ND, Berger JM (agosto de 2005). «The structural basis for substrate specificity in DNA topoisomerase IV». Journal of Molecular Biology. 351 (3): 545–61. PMID 16023670. doi:10.1016/j.jmb.2005.06.029
  16. ↑ Corbett KD, Berger JM (janeiro de 2003). «Structure of the topoisomerase VI-B subunit: implications for type II topoisomerase mechanism and evolution». The EMBO Journal. 22 (1): 151–63. PMC 140052Acessível livremente. PMID 12505993. doi:10.1093/emboj/cdg008
  17. ↑ Bergerat A, de Massy B, Gadelle D, Varoutas PC, Nicolas A, Forterre P (março de 1997). «An atypical topoisomerase II from Archaea with implications for meiotic recombination». Nature. 386 (6623): 414–7. Bibcode:1997Natur.386..414B. PMID 9121560. doi:10.1038/386414a0
  18. ↑ Corbett KD, Benedetti P, Berger JM (julho de 2007). «Holoenzyme assembly and ATP-mediated conformational dynamics of topoisomerase VI». Nature Structural & Molecular Biology. 14 (7): 611–9. PMID 17603498. doi:10.1038/nsmb1264
  19. ↑ Roca J, Wang JC (maio de 1994). «DNA transport by a type II DNA topoisomerase: evidence in favor of a two-gate mechanism». Cell. 77 (4): 609–16. PMID 8187179. doi:10.1016/0092-8674(94)90222-4 e por trabalhos estruturais.Berger JM, Wang JC (fevereiro de 1996). «Recent developments in DNA topoisomerase II structure and mechanism». Current Opinion in Structural Biology. 6 (1): 84–90. PMID 8696977. doi:10.1016/s0959-440x(96)80099-6
  20. ↑ Alberts, Bruce (18 de novembro de 2014). Molecular biology of the cell 6ª ed. Nova Iorque, NY: [s.n.] ISBN 978-0-8153-4432-2. OCLC 887605755
  21. ↑ Willmore E, de Caux S, Sunter NJ, Tilby MJ, Jackson GH, Austin CA, Durkacz BW (junho de 2004). «A novel DNA-dependent protein kinase inhibitor, NU7026, potentiates the cytotoxicity of topoisomerase II poisons used in the treatment of leukemia». Blood. 103 (12): 4659–65. PMID 15010369. doi:10.1182/blood-2003-07-2527
  22. ↑ Liu LF, Liu CC, Alberts BM (outubro de 1979). «T4 DNA topoisomerase: a new ATP-dependent enzyme essential for initiation of T4 bacteriophage DNA replication». Nature. 281 (5731): 456–61. Bibcode:1979Natur.281..456L. PMID 226889. doi:10.1038/281456a0
  23. ↑ Stetler GL, King GJ, Huang WM (agosto de 1979). «T4 DNA-delay proteins, required for specific DNA replication, form a complex that has ATP-dependent DNA topoisomerase activity». Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 76 (8): 3737–41. Bibcode:1979PNAS...76.3737S. PMC 383908Acessível livremente. PMID 226976. doi:10.1073/pnas.76.8.3737
  24. ↑ McCarthy D (janeiro de 1979). «Gyrase-dependent initiation of bacteriophage T4 DNA replication: interactions of Escherichia coli gyrase with novobiocin, coumermycin and phage DNA-delay gene products». Journal of Molecular Biology. 127 (3): 265–83. PMID 372540. doi:10.1016/0022-2836(79)90329-2
  25. ↑ Huang WM (setembro de 1986). «The 52-protein subunit of T4 DNA topoisomerase is homologous to the gyrA-protein of gyrase». Nucleic Acids Research. 14 (18): 7379–90. PMC 311757Acessível livremente. PMID 3020513
  26. ↑ Huang WM (outubro 1986). «Nucleotide sequence of a type II DNA topoisomerase gene. Bacteriophage T4 gene 39». Nucleic Acids Research. 14 (19): 7751–65. PMC 311794Acessível livremente. PMID 3022233. doi:10.1093/nar/14.19.7751
  27. ↑ McCarthy D, Minner C, Bernstein H, Bernstein C (outubro de 1976). «DNA elongation rates and growing point distributions of wild-type phage T4 and a DNA-delay amber mutant». Journal of Molecular Biology. 106 (4): 963–81. PMID 789903. doi:10.1016/0022-2836(76)90346-6
  28. ↑ Mufti S, Bernstein H (outubro de 1974). «The DNA-delay mutants of bacteriophage T4». Journal of Virology. 14 (4): 860–71. PMC 355592Acessível livremente. PMID 4609406. doi:10.1128/JVI.14.4.860-871.1974
  29. ↑ Hyman P (agosto de 1993). «The genetics of the Luria-Latarjet effect in bacteriophage T4: evidence for the involvement of multiple DNA repair pathways». Genetical Research. 62 (1): 1–9. PMID 8405988. doi:10.1017/s0016672300031499
  30. ↑ Miskimins R, Schneider S, Johns V, Bernstein H (junho de 1982). «Topoisomerase involvement in multiplicity reactivation of phage T4». Genetics. 101 (2): 157–77. PMC 1201854Acessível livremente. PMID 6293912. doi:10.1093/genetics/101.2.157
  31. ↑ Cassuto E (setembro de 1984). «Formation of covalently closed heteroduplex DNA by the combined action of gyrase and RecA protein». The EMBO Journal. 3 (9): 2159–64. PMC 557658Acessível livremente. PMID 6092061. doi:10.1002/j.1460-2075.1984.tb02106.x

Ver também

Bibliografia