Fotossíntese

Escopo e terminologia

O nome combina os termos gregos phōs, φῶς, "luz", e sýnthesis, σύνθεσις, "reunião", e passou a designar a síntese biológica de compostos de carbono na presença de clorofila e luz. Charles Reid Barnes propôs em 1893 as formas inglesas photosyntax e photosynthesis. O segundo termo se difundiu, e sua definição foi ampliada quando se conheceram as bactérias fotossintetizantes anoxigênicas e a fotofosforilação.

A maioria dos organismos fotossintetizantes é fotoautotrófica e obtém seu carbono do CO₂. Os foto-heterótrofos usam luz como fonte de energia, mas retiram carbono de compostos orgânicos. A capacidade de aproveitar luz também aparece em organismos mixotróficos e em associações simbióticas, o que impede que "fotossintetizante" funcione como categoria de parentesco evolutivo.

Balanço químico

Quando o CO₂ é o material inicial, as reações da fotossíntese podem ser expressas pelas equações gerais simplificadas abaixo. Nelas, ${\textstyle \mathrm {\langle CH_{2}O\rangle } }$ designa os compostos orgânicos ricos em energia produzidos.

Para um agente redutor que fornece hidrogênio, como água, sulfeto de hidrogênio ou hidrogênio molecular, todos representados por ${\textstyle \mathrm {\langle H\rangle } }$:

${\displaystyle \mathrm {CO_{2}+4\langle H\rangle \ \xrightarrow {luz} \ \langle CH_{2}O\rangle +H_{2}O} }$

Para um agente redutor que fornece elétrons, como íons ferro II ou nitrito:

${\displaystyle \mathrm {CO_{2}+4e^{-}+4H^{+}\ \xrightarrow {luz} \ \langle CH_{2}O\rangle +H_{2}O} }$

Algumas bactérias utilizam compostos orgânicos como agentes redutores, por exemplo o lactato, ânion do ácido láctico:

${\displaystyle \mathrm {2\ lactato+CO_{2}\ \xrightarrow {luz} \ \langle CH_{2}O\rangle +H_{2}O+2\ piruvato} }$

Com água ou sulfeto de hidrogênio como redutor, a reação geral também pode ser expressa por:

${\displaystyle \mathrm {CO_{2}+2H_{2}A\ \xrightarrow {luz} \ \langle CH_{2}O\rangle +2A+H_{2}O} }$

Na forma geral acima, H₂A representa H₂O ou H₂S, mas todas as algas e plantas terrestres verdes utilizam apenas água nessa função, assim como as cianobactérias em seu modo principal de fotossíntese. Nesse caso, A é o oxigênio da água, liberado como produto de sua oxidação na forma de oxigênio molecular. O oxigênio da atmosfera e da hidrosfera é produzido pela fotossíntese oxigênica.

As bactérias fotossintetizantes, como Chloroflexaceae, Chlorobiaceae, Chromatiaceae, Heliobacteria e Chloracidobacterium, podem utilizar um conjunto bem maior de redutores, sobretudo sulfeto de hidrogênio. Muitas cianobactérias também podem usá-lo. Nesse caso, A é o enxofre do sulfeto de hidrogênio, liberado como enxofre elementar, sem produção de oxigênio. Essa forma é chamada fotossíntese anoxigênica. Algumas cianobactérias também podem utilizar íons ferro II.

Na fotossíntese oxigênica e na anoxigênica, a oxidação do agente redutor libera elétrons, e a energia da luz os eleva a um estado no qual podem percorrer uma cadeia de reações. Esse movimento forma adenosina trifosfato, ATP, e NADPH, moléculas que levam energia e elétrons à produção de substâncias orgânicas a partir de CO₂.

Em biofilmes anóxicos de fontes termais, bactérias fototróficas obtêm elétrons de um composto pouco comum, o arsenito, e o oxidam a arsenato. A luz e esses elétrons sustentam a fixação de CO₂ em biomassa, sem formação de monóxido de carbono como produto da reação global.

Etapas e escalas de tempo

Uma divisão conceitual acompanha três tarefas da fotossíntese:

1. Pigmentos como clorofilas, ficobilinas e carotenoides absorvem luz dentro de faixas adequadas de comprimento de onda.
2. A luz eleva elétrons a um estado excitado, e reações de oxirredução convertem parte dessa energia luminosa em energia química.
3. A célula usa a energia química para produzir compostos orgânicos, que alimentam o anabolismo, o crescimento e o metabolismo energético.

As duas primeiras tarefas formam as reações luminosas, que nas plantas envolvem o fotossistema I e o fotossistema II. A terceira não absorve luz diretamente, mas depende dos produtos formados nas reações luminosas.

Quando se consideram os eventos e sua duração, o mesmo processo pode ser detalhado em quatro etapas:

Diversidade e simbioses

A antiga classificação reunia todos os organismos com clorofila no reino das plantas, mas a capacidade de fazer fotossíntese não basta para definir parentesco evolutivo. A fotossíntese oxigênica surgiu nas cianobactérias, e o aparelho fotossintético dos eucariontes, o cloroplasto, deriva de endossimbiose.

Obtêm energia metabólica pela fotossíntese as plantas, com exceções parasitas ou mico-heterotróficas, muitos protistas e as bactérias que usam clorofilas ou bacterioclorofilas. Haloarqueias e muitos microrganismos marinhos também captam luz por rodopsinas, um mecanismo que produz gradientes de íons sem a cadeia de transferência eletrônica da fotossíntese baseada em clorofila. Alguns organismos combinam o aproveitamento da luz com a obtenção de carbono orgânico e são chamados mixotróficos.

As relações simbióticas permitem que liquens e hospedeiros com zooclorelas, zooxantelas ou cianelas aproveitem os produtos da fotossíntese. A dependência entre os parceiros varia. Em criptófitas e cloraracniófitas, um nucleomorfo conserva parte do núcleo da alga incorporada. As amebas do gênero Paulinella oferecem outro estágio de integração, pois seus cromatóforos descendem de uma endossimbiose primária separada daquela que originou os cloroplastos de Archaeplastida.

Lesmas marinhas sacoglossas incorporam cloroplastos do alimento, fenômeno chamado cleptoplastia, e algumas espécies os mantêm fotossinteticamente ativos por muitos meses. Análises genômicas de Elysia chlorotica e Plakobranchus ocellatus não encontraram os genes fotossintéticos de algas que antes se supunha terem passado ao genoma das lesmas. Os cloroplastos ficam em compartimentos formados pela própria célula animal, os cleptossomos. Esses compartimentos mantêm condições favoráveis à fotossíntese e, durante jejum prolongado, digerem os plastídios armazenados como fonte de nutrientes.

Cianobactérias e outras bactérias fototróficas

Cianobactérias, bactérias verdes, bactérias púrpuras e heliobactérias utilizam luz como fonte de energia, enquanto as haloarqueias pertencem a outro domínio e a aproveitam por um mecanismo diferente.^:201

Entre as bactérias, apenas as cianobactérias fazem fotossíntese oxigênica semelhante à das plantas, com antenas que reúnem ficobilinas e ficobiliproteínas, como ficocianina e ficoeritrina, em estruturas chamadas ficobilissomos. Algumas cianobactérias também realizam fotossíntese anoxigênica sob certas condições, usando H₂S como doador. Nas demais bactérias, a fotossíntese é exclusivamente anoxigênica. A cadeia pode se assemelhar ao PSI, nas verdes sulfurosas e heliobactérias, ou ao PSII, nas púrpuras e verdes filamentosas.^:315–319

Cloroplastos, tilacoides e membranas bacterianas

Nas bactérias fotossintetizantes, as proteínas que captam luz ficam na membrana que envolve a célula ou em extensões internas formadas por ela. Essas extensões podem ser lâminas densamente dobradas, chamadas tilacoides, ou vesículas arredondadas, conhecidas como membranas intracitoplasmáticas. Ao ocupar grande parte do interior celular, elas oferecem mais superfície para as proteínas e aumentam a quantidade de luz que a bactéria consegue absorver.

Nas plantas e algas, a fotossíntese ocorre em organelas chamadas cloroplastos, presentes em número aproximado de 10 a 100 em uma célula vegetal típica. Duas membranas de fosfolipídios envolvem cada cloroplasto e separam seu interior do restante da célula. Dentro delas fica o estroma, um fluido aquoso atravessado por discos achatados chamados tilacoides. Esses discos podem formar pilhas, os grana, e guardam no interior um espaço chamado lúmen. As proteínas que captam luz e transportam elétrons ficam na membrana dos tilacoides, onde a célula consegue manter diferenças de concentração entre o lúmen e o estroma.

As plantas absorvem luz principalmente com a clorofila, um pigmento que capta pouca luz na faixa verde do espectro luminoso. A reflexão dessa faixa dá à maioria das plantas sua cor, enquanto carotenos e xantofilas ajudam a captar outras cores. Nas algas, a clorofila se combina com pigmentos como ficocianina, carotenos e xantofilas nas algas verdes, ficoeritrina nas algas vermelhas, ou rodófitas, e fucoxantina nas algas pardas e diatomáceas. As cores desses organismos resultam das faixas absorvidas e refletidas por cada combinação.

Nas plantas e algas, os pigmentos trabalham em conjunto dentro de estruturas chamadas proteínas antena, ou complexos coletores de luz.

Embora as células das partes verdes de uma planta contenham cloroplastos, a maior parte dessas organelas fica nas folhas, estruturas adaptadas à fotossíntese. Certas espécies adaptadas à luz solar intensa e à aridez, como muitas Euphorbia e cactáceas, têm nos caules seus principais órgãos fotossintéticos. As células dos tecidos internos da folha, o mesófilo, podem conter de 450.000 a 800.000 cloroplastos por milímetro quadrado de folha. A superfície foliar é recoberta por uma cutícula cerosa, resistente à água, que evita a evaporação excessiva e reduz a absorção de ultravioleta e luz azul, limitando o aquecimento. A epiderme transparente deixa a luz chegar às células do parênquima paliçádico, onde ocorre a maior parte da fotossíntese.

Pigmentos, antenas e centros de reação

Os organismos fototróficos captam a energia da luz com pigmentos que absorvem faixas diferentes do espectro. Plantas verdes e cianobactérias usam clorofilas, enquanto outras bactérias usam bacterioclorofilas. Como as clorofilas absorvem pouco na faixa verde, grande parte dessa luz é refletida e as plantas parecem verdes. O experimento de Engelmann determinou pela primeira vez, experimentalmente, a faixa espectral mais favorável à fotossíntese. As moléculas que absorvem luz são chamadas cromóforos. Quando formam complexos com proteínas, constituem pigmentos.

Quando um cromóforo absorve luz, seus elétrons recebem energia e passam a um estado excitado cuja energia depende da estrutura da molécula. A disposição de suas ligações duplas conjugadas determina, assim, quais cores de luz ela consegue aproveitar. As clorofilas a e b absorvem principalmente luz azul e vermelha, com pouca absorção de verde. A clorofila excitada pode transferir um elétron a um aceptor e se tornar um radical positivamente carregado, Chl^•+. O elétron pode voltar a ela por uma cadeia transportadora de elétrons. Nesse percurso, o transporte de elétrons promove a passagem de prótons pela membrana, por bombas de prótons, convertendo a energia luminosa em potencial elétrico e osmótico, no acoplamento quimiosmótico. Ver também: Complexo coletor de luz.

Como cada pigmento isolado oferece uma área pequena e absorve poucas faixas do espectro, muitos deles se agrupam em complexos coletores de luz ao redor de um centro de reação. Essa organização funciona como uma antena maior. Os cromóforos vizinhos passam a energia de um para outro até ela chegar ao centro de reação em poucos picossegundos. O pacote de energia que percorre esse caminho recebe o nome de éxciton. Dentro de um complexo, a transferência provavelmente envolve elétrons deslocalizados. Entre complexos, ocorre sem emissão de radiação, pelo mecanismo de Förster.

Nas plantas, os complexos coletores formam uma antena central, ou core, e uma antena externa. Elas ficam na membrana tilacoidal junto com o centro de reação. Além das clorofilas a e b, há carotenos e xantofilas. Esses cromóforos protegem a antena quando uma clorofila entra em um estado tripleto nocivo e ampliam a faixa de captação de luz.

Nas cianobactérias, as antenas ficam sobre a face externa da membrana tilacoidal. Esses complexos, os ficobilissomos, contêm ficobiliproteínas que absorvem especialmente luz verde.

As bactérias verdes sulfurosas e não sulfurosas utilizam clorossomos na fotossíntese anoxigênica. São partículas alongadas, semelhantes a lipídios, na face citoplasmática da membrana e ligadas ao centro de reação. Sua captação de luz é especialmente eficiente.

Transporte linear de elétrons e esquema Z

Na fotossíntese oxigênica, os fotossistemas II e I trabalham em sequência, apesar da numeração inversa: o fotossistema II retira elétrons da água, e o fotossistema I lhes fornece um novo impulso de energia para reduzir NADP⁺ a NADPH. Durante o percurso entre os dois, os elétrons ajudam a acumular prótons no interior dos tilacoides. A ATP sintase aproveita essa diferença de concentração, comparável à pressão da água represada, para formar ATP.

Os fotossistemas II e I são complexos integrais de membrana que trabalham em sequência. Uma cadeia transportadora de elétrons, semelhante à cadeia respiratória, une os dois. Ela contém a pequena molécula plastoquinona, o complexo integral de membrana citocromo b₆f e a pequena proteína plastocianina. Quando os potenciais de oxirredução de seus componentes são representados em um gráfico, o traçado em zigue-zague lembra um Z girado, de onde vem o nome esquema Z.

A energia de excitação necessária à transferência de elétrons nos centros de reação é absorvida principalmente pelos complexos coletores de luz. Além de clorofila a, eles contêm clorofila b e carotenoides, que absorvem uma faixa extensa do espectro visível. Ao absorver um quantum de luz vermelha, a molécula passa ao estado excitado S₁. Com luz azul, alcança S₂, mais energético. Apenas S₁ pode participar da fotoquímica, mas a molécula em S₂ pode liberar o excesso de energia como calor, por conversão interna, e chegar a S₁. Assim, quanta mais energéticos também podem ser aproveitados.

A excitação passa entre clorofilas próximas sem que elas precisem emitir luz e acaba alcançando o centro de reação. Quando a molécula retorna ao estado de menor energia, S₀, a energia pode seguir caminhos diferentes, cuja participação varia com a eficiência da fotoquímica e das formas de dissipação.

Nos centros de reação abertos do fotossistema II, cerca de 85% da energia de excitação é aproveitada na separação de cargas. Um elétron passa do par especial de clorofilas a, P680, à feofitina, Phe, aceptor primário da subunidade D1. Depois passa à plastoquinona Q_A, firmemente ligada à subunidade D2, e à Q_B, fracamente ligada à D1. Após receber dois elétrons e prótons do estroma, Q_B é liberada na membrana como plastoquinol, ou plasto-hidroquinol, PQH₂, que se difunde livremente. Uma terceira plastoquinona, Q_C, participa da troca de Q_B com as quinonas da membrana.

Depois de perder um elétron, P680 torna-se o radical P680^•+, um oxidante muito forte, com potencial superior a +1 V. Ele recebe um elétron de um resíduo de tirosina, Tyr_Z, que por sua vez recupera o elétron no agregado de manganês do complexo que decompõe água.

O PQH₂ se difunde até o complexo citocromo b₆f, onde seus dois elétrons seguem caminhos sucessivos. A proteína de Rieske, que contém um centro 2Fe-2S, retira o primeiro elétron e o entrega ao citocromo f. Este o transfere à plastocianina na face do complexo voltada para o lúmen.

O segundo elétron percorre a subunidade b, integrada à membrana, que contém dois citocromos do tipo b. Eles transferem o elétron do radical semiquinona PQH^•− a uma plastoquinona, protonada com H⁺ do estroma, no ciclo Q. A reoxidação de PQH₂ leva cerca de 5 ms e é a etapa mais lenta, limitando a taxa de transporte de elétrons. Isso provavelmente decorre da mudança de conformação da proteína de Rieske e da difusão restrita de PQH₂ até o sítio ativo, alojado em uma cavidade profunda.

No balanço, PQH₂ é reoxidado a PQ, um elétron é reciclado no ciclo Q e outro chega à plastocianina, capaz de receber um elétron por vez. Para cada elétron que segue até a plastocianina, o ciclo Q desloca dois prótons do estroma para o lúmen tilacoidal. A oxidação da água no fotossistema II libera mais um próton no lúmen por elétron, chegando ao balanço de três prótons por elétron no transporte linear.

A plastocianina transporta um elétron por vez porque seu átomo de cobre alterna entre Cu^I e Cu^II. Por ser solúvel em água, a proteína se difunde pelo lúmen e cumpre uma função semelhante à do citocromo c na cadeia respiratória. Em algumas cianobactérias e algas, é substituída pelo citocromo c₆.

A plastocianina reduzida chega ao fotossistema I, que também contém um par de clorofilas, com máximo de absorção próximo de 700 nm e potencial E'⁰ = +0,45 V. Como P680, esse par é excitado a um estado de maior energia, E'⁰ = −1,3 V, e libera um elétron. O radical positivo Chl-a^•+ recebe um elétron da plastocianina ligada e volta a Chl-a. A plastocianina pode então ser reduzida novamente pelo complexo citocromo b₆f.

O elétron liberado pela clorofila chega primeiro a A₀, provavelmente uma clorofila especial. Seu forte poder redutor permite reduzir uma filoquinona firmemente ligada, Q ou A₁. O elétron passa ao centro ferro-enxofre F_X, depois a F_A e F_B, e chega à ferredoxina, Fd, na face da membrana voltada ao estroma. A ferredoxina reduzida se liga à ferredoxina-NADP redutase, que reduz NADP⁺ a NADPH.

A transferência de cada elétron da água ao NADPH desloca três prótons do estroma para o lúmen e cria uma diferença de concentração e de carga elétrica entre os dois lados da membrana. Essa reserva de energia recebe o nome de força próton-motriz, Δμ_H+. Pela teoria quimiosmótica de Peter Mitchell, a ATP sintase utiliza quatorze prótons para produzir três ATP a partir de ADP e fosfato inorgânico. Esse processo é a fotofosforilação. Considerado o ciclo Q, o transporte linear desloca três prótons por elétron. Como três ATP exigem quatorze prótons, a proporção de ATP para NADPH é 9:7, aproximadamente 1,3, e não 3:2, ou 1,5.

Oxidação da água e liberação de oxigênio

O elétron perdido pela clorofila P680 do fotossistema II é reposto a partir da água. P680^•+ oxida a tirosina Tyr_Z, e esta retira um elétron do complexo de evolução do oxigênio, OEC. O centro catalítico do OEC é o agregado Mn₄CaO₅, no qual cinco átomos de oxigênio formam pontes entre quatro íons de manganês e um de cálcio. Quatro moléculas de água ligam-se ao agregado, e dois íons cloreto ficam próximos, fora de seu núcleo metálico.

O agregado acumula os quatro equivalentes de oxidação necessários para retirar quatro elétrons de duas moléculas de água. A cada separação fotoquímica de cargas, ele avança por um dos estados S₀ a S₄. O estado S₄ é transitório, forma a ligação O–O, libera uma molécula de oxigênio e devolve o conjunto a S₀. Essa sequência é o ciclo de Kok.

A cristalografia serial de femtossegundos registrou as mudanças do agregado entre os estados do ciclo e acompanhou a acumulação das oxidações necessárias à formação de O₂. Os dados ainda não resolveram a posição exata das duas moléculas de água envolvidas, a distribuição das cargas pelos átomos de manganês nem o caminho de formação da ligação O–O. Os dados sustentam estados de oxidação III e IV para o manganês durante a maior parte do ciclo, enquanto uma participação formal de Mn(V) no estado final permanece sem confirmação.

Cada molécula de O₂ exige quatro separações de carga no fotossistema II e, no mínimo, quatro fótons absorvidos por esse fotossistema. A reação também libera quatro prótons no lúmen e fornece quatro elétrons à cadeia transportadora. Catalases também liberam O₂, mas o fazem ao decompor peróxido de hidrogênio, sem extrair elétrons da água.

Fotofosforilação cíclica e transporte pseudocíclico

No transporte cíclico, que envolve apenas o fotossistema I, os elétrons da ferredoxina voltam ao complexo citocromo b₆f em vez de seguir para a NADP⁺ redutase. De lá, retornam ao fotossistema I e repõem o elétron do centro de reação. Não há formação de NADPH, mas a força próton-motriz produzida permite sintetizar ATP. Por fechar um circuito, o processo é chamado fotofosforilação cíclica.

Como as plantas C₄ precisam de mais ATP, elas podem usar essa via com maior intensidade que as plantas C₃, que também recorrem ao fluxo cíclico para ajustar a proporção de NADPH e ATP às necessidades do ciclo de Calvin e da fotorrespiração.

No transporte não cíclico, a ferredoxina normalmente entrega seu elétron ao NADP⁺ para formar NADPH, mas também pode entregá-lo ao oxigênio. Nesse segundo caminho, chamado reação de Mehler, surge o radical superóxido:

${\displaystyle \mathrm {Fd_{red}+O_{2}\ \xrightarrow {Mehler} \ Fd_{ox}+O_{2}^{\bullet -}} }$

Como o superóxido pode danificar proteínas, membranas e DNA, a superóxido dismutase, EC 1.15.1.1, converte-o por desproporcionamento em oxigênio e peróxido de hidrogênio. A reação também pode ocorrer espontaneamente:

${\displaystyle \mathrm {2O_{2}^{\bullet -}+2H^{+}\ \xrightarrow {superoxido\ dismutase} \ O_{2}+H_{2}O_{2}} }$

O peróxido de hidrogênio também é reativo e é eliminado pela ascorbato peroxidase, EC 1.11.1.11, das membranas tilacoidais. Ela oxida ascorbato a monodesidroascorbato e reduz H₂O₂ a água. A ferredoxina regenera o ascorbato. O balanço é:

${\displaystyle \mathrm {2Fd_{red}+H_{2}O_{2}\ \xrightarrow {ascorbato} \ 2Fd_{ox}+2H_{2}O} }$

Somadas as reações:

${\displaystyle \mathrm {4Fd_{red}+O_{2}\ \longrightarrow \ 4Fd_{ox}+2H_{2}O} }$

Os quatro elétrons retirados da água no fotossistema II chegam à ferredoxina e são utilizados novamente para formar água pela reação de Mehler. Por isso, o transporte é chamado pseudocíclico. Como no transporte cíclico, os elétrons não chegam ao NADP⁺. O processo também recebe o nome de ciclo água-água, pois a água é decomposta e depois regenerada. No balanço, a decomposição da água é revertida e não há acúmulo de equivalentes redutores.

Quando há muito NADPH e ferredoxina reduzidos, a reação de Mehler recebe parte dos elétrons, enquanto o ciclo Q reforça o gradiente de prótons. Como nessas condições costuma faltar ADP para produzir ATP, o gradiente se eleva e facilita a dissipação do excesso de excitação como calor. Isso pode funcionar como escape sob luz intensa, protegendo o fotossistema II das plantas, algas fotossintetizantes e cianobactérias, desde que haja ascorbato suficiente.

Quando duas moléculas de monodesidroascorbato formam ascorbato e desidroascorbato por desproporção, a regeneração do desidroascorbato oxida glutationa, depois reduzida pela glutationa redutase, EC 1.8.1.7, com consumo de NADPH. Esse circuito não altera o balanço global apresentado.

Regulação e fotoproteção

A transferência descontrolada de elétrons ou de excitação ao oxigênio pode danificar o aparelho fotossintético, as membranas e as proteínas. A regulação do transporte limita esses danos e ajusta a produção às necessidades de NADPH e ATP da planta. Também existem mecanismos de regulação prolongada no nível da transcrição, que não são detalhados nesta seção.

Distribuição dos complexos na membrana tilacoidal

Os fotossistemas II e I e o complexo citocromo b₆f ficam na membrana tilacoidal, mas não se distribuem uniformemente. Pela interação com os complexos coletores de luz, o PSII ocupa as regiões empilhadas, as lamelas dos grana. A face do PSI voltada ao estroma precisa ficar acessível à redução de NADP⁺, de modo que ele ocupa regiões expostas, como as lamelas não empilhadas do estroma e as bordas e faces terminais dos grana. A ATP sintase também precisa de espaço no lado do estroma e fica nessas regiões.

A separação espacial ainda limita a passagem descontrolada de éxcitons do PSII para o PSI, chamada spillover. O PSI recebe muito eficientemente a excitação das antenas, como uma armadilha em funil, funnel trap. No PSII, a energia pode escapar novamente, como de uma armadilha rasa, shallow trap. Se os dois complexos estivessem lado a lado, mais éxcitons chegariam ao PSI, em prejuízo do PSII.

Redistribuição dos complexos coletores LHC-II

Como os fotossistemas têm espectros de absorção diferentes, mudanças na cor da luz ou na atividade metabólica podem excitar um deles mais que o outro. O estado de oxirredução do conjunto de plastoquinonas informa esse desequilíbrio. Quando o PSII reduz plastoquinona mais depressa do que o PSI consegue oxidá-la, o citocromo b₆f ativa a quinase STN7. A fosforilação solta uma fração de LHC-II do PSII e favorece sua associação funcional com o PSI. Quando o conjunto de plastoquinonas volta a ficar oxidado, a fosfatase PPH1/TAP38 remove o fosfato e a antena retorna ao PSII.

Chamada transição de estado, essa resposta favorece a ligação da fração móvel de LHC-II ao PSII no estado 1 e ao PSI no estado 2. Em plantas terrestres, a transição envolve cerca de 15 a 20% dos complexos LHC-II, com diferenças entre espécies. Em algas verdes, a fração móvel pode ser maior. A transição equilibra a absorção entre os fotossistemas e atua sobretudo sob luz fraca ou variável, não como simples consequência de uma intensidade luminosa determinada.

Dissipação térmica da energia excedente

A produção de ATP e NADPH pode superar o consumo do metabolismo sob luz intensa, frio ou estresse hídrico. Quando faltam aceptores para os elétrons e a excitação, cresce a formação de espécies reativas de oxigênio. O quenching não fotoquímico, NPQ, desvia parte da energia absorvida para o calor antes que ela alcance o centro de reação.

A componente rápida, qE, responde à acidificação do lúmen em poucos minutos. A protonação da proteína PsbS e a conversão de violaxantina em zeaxantina pelo ciclo das xantofilas alteram o comportamento das antenas. A PsbS ativa localmente estados dissipadores, e a zeaxantina amplia a região da antena alcançada por eles. A parcela de luz dissipada varia com a intensidade, a duração da exposição, a espécie e o estado fisiológico, por isso não tem um percentual fixo. Nas diatomáceas, um ciclo semelhante utiliza diatoxantina.

A fotorrespiração, o transporte cíclico e outros caminhos alternativos para elétrons também consomem ATP ou poder redutor e evitam que a cadeia fique excessivamente reduzida. A participação de cada mecanismo muda entre tecidos, espécies e vias C₃ ou C₄.

Fotossíntese anoxigênica

Muitas bactérias fototróficas realizam fotossíntese anoxigênica com um único fotossistema, de centro de reação tipo I ou II. Seus centros contêm bacterioclorofilas, diferentes das clorofilas das cianobactérias e dos eucariontes. A luz excita o par especial de bacterioclorofilas e reduz muito seu potencial de oxirredução, permitindo a transferência de um elétron ao aceptor primário. O primeiro aceptor estável é uma proteína ferro-enxofre no tipo I e uma quinona no tipo II. O elétron pode voltar ao centro de reação por um ciclo Q, formando um gradiente de prótons que permite sintetizar ATP. Como esse transporte cíclico não produz poder redutor, este precisa vir de doadores externos de elétrons, inorgânicos ou orgânicos.

O transporte não cíclico produz poder redutor diretamente e repõe os elétrons retirados do centro de reação com doadores externos, como H₂S, Fe²⁺ ou NO₂⁻. Seus produtos são, respectivamente, enxofre elementar, Fe³⁺ e nitrato, NO₃⁻.

O potencial da bacterioclorofila não é suficiente para decompor água, e esses organismos não têm o complexo que realiza essa reação. A água não pode fornecer elétrons à fotossíntese anoxigênica, que não libera oxigênio molecular.

Centros de reação do tipo II

As bactérias verdes não sulfurosas, Chloroflexi, e as bactérias púrpuras sulfurosas e não sulfurosas utilizam centros do tipo II. A bacterioclorofila a ou b do centro tem máximo de absorção em 870 nm. A excitação luminosa reduz seu potencial padrão E'⁰ de +0,6 V a −0,8 V. O elétron passa a uma bacteriofeofitina, depois à menaquinona Q_A, firmemente ligada, e à quinona Q_B, de E'⁰ = 0,0 V. Após receber dois elétrons e se tornar quinol, Q_B deixa o complexo e se difunde na membrana até o complexo citocromo bc₁. No ciclo Q, a transferência de elétrons gera a força próton-motriz utilizada na síntese de ATP. O elétron passa então ao citocromo c₂, ligado à membrana, que retorna ao centro de reação. Sua oxidação repõe o elétron perdido e permite novo ciclo.

As bactérias púrpuras não sulfurosas, como Rhodospirillum e Rhodobacter, e as verdes não sulfurosas, como Chloroflexus, oxidam preferencialmente compostos orgânicos para obter poder redutor, crescendo sobretudo como foto-organótrofas. A maioria das bactérias fototróficas anoxigênicas também fixa CO₂ quando dispõe de doadores inorgânicos, como H₂ ou H₂S, e pode crescer facultativamente como fotolitoautótrofa.

Uma NADH-quinona oxidorredutase também pode transferir elétrons da quinona ao NAD(P)⁺, no transporte não cíclico. O potencial da quinona é alto demais para reduzir diretamente NAD(P)⁺, cujo E'⁰ é −0,32 V. Esse transporte reverso consome energia da força próton-motriz. A retirada do elétron deixa a bacterioclorofila do centro como um radical positivo, reduzido por elétrons externos. Bactérias púrpuras sulfurosas, como Chromatium e Ectothiorhodospira, oxidam H₂S a enxofre, que se deposita dentro ou fora da célula.

Em Rhodopseudomonas viridis, o elétron chega à bacteriofeofitina 3 ps depois da excitação do par de bacterioclorofilas e alcança a menaquinona Q_A em 200 ps. A passagem à ubiquinona Q_B é mais lenta, cerca de 6 µs. O citocromo c₂ repõe o elétron do par em 0,27 µs.

Centros de reação do tipo I

As bactérias verdes sulfurosas, como Chlorobium, e as Heliobacteriaceae, como Heliobacterium, têm centros do tipo I. As primeiras contêm bacterioclorofila a, com máximo de absorção em 840 nm. As heliobactérias contêm bacterioclorofila g, com máximo em 798 nm. No transporte cíclico, a excitação leva a bacterioclorofila a de E'⁰ = +0,3 V a −1,2 V. Seu elétron passa a outra bacterioclorofila, a uma menaquinona ligada, aos centros ferro-enxofre F_X, F_A e F_B, de E'⁰ = −0,5 V, e à ferredoxina. Esta o transfere à menaquinona da membrana, que participa do ciclo Q e gera um gradiente de prótons. O complexo citocromo bc₁ reduz a unidade tetracitocrômica c₅₅₃, que retorna ao centro e repõe seu elétron.

No transporte não cíclico, os elétrons passam dos centros ferro-enxofre à ferredoxina e ao NAD(P)⁺, pela ferredoxina-NADP⁺ oxidorredutase. Como o potencial da ferredoxina é menor que o do NAD(P)⁺, a reação dispensa energia adicional. Para repor o elétron da bacterioclorofila, as bactérias verdes sulfurosas podem oxidar H₂S a enxofre.

As heliobactérias não têm uma via completa conhecida para fixar CO₂, pois lhes faltam a RuBisCO e a ATP citrato liase, necessária ao ciclo redutivo do citrato. Em seu lugar, elas fermentam compostos orgânicos como piruvato, lactato, butirato e acetato. Algumas linhagens também crescem com açúcares e etanol. Seu crescimento é heterotrófico.

Fototrofia baseada em rodopsinas

As halobactérias utilizam a luz por meio da bacteriorrodopsina, uma proteína ligada ao pigmento retinal na membrana celular. A absorção de um fóton muda a conformação da proteína e bombeia um próton para fora da célula. O gradiente eletroquímico resultante move a ATP sintase e permite formar ATP.^{:487:315–319}

Em bactérias marinhas, proteorrodopsinas e outras rodopsinas que bombeiam íons fornecem energia para a manutenção celular, para períodos de escassez de alimento ou para o crescimento, conforme o organismo e o ambiente. Esse mecanismo não transfere elétrons da água ou de outro doador a um aceptor e não fornece, sozinho, o poder redutor necessário à fixação autotrófica de CO₂. Por isso, costuma sustentar foto-heterotrofia, não a fotossíntese baseada em clorofila.

Adaptações espectrais e ambientes com pouca luz

As plantas terrestres aproveitam sobretudo a luz absorvida pelas clorofilas e, em menor proporção, pelos carotenoides. A absorção varia com o comprimento de onda. Nas algas verdes, o padrão se assemelha ao das plantas terrestres. Nas cianobactérias, a ficocianina azul absorve luz amarela. Em muitas algas vermelhas, a ficoeritrina vermelha absorve luz amarela e verde. Nas diatomáceas e algas pardas, os carotenoides aproveitam a luz azul e verde. O comprimento de onda mais útil depende da profundidade e da forma como a água absorve e dispersa cada faixa do espectro. A cor do organismo corresponde à luz menos absorvida por seus pigmentos.

Algas que crescem em profundidade, como no metalimnio, precisam de pigmentos adequados, muitas vezes vermelhos, e de adaptação à sombra. Entre elas estão as cianobactérias vermelhas Planktothrix rubescens e Planktothrix aghardii var. isothrix. A criptófita Rhodomonas minuta tem seu ótimo na profundidade que recebe 50% da luz da superfície, e Rhodomonas lens, naquela que recebe 10%. Algumas algas mudam de cor conforme a profundidade. As cianobactérias Chamaesiphon subglobosus e Lingbya purpurescens passam do verde ao vermelho intenso. Essa variação também ocorre em outras cianobactérias, algas vermelhas e algas marinhas.

Quando duas faixas de cor iluminam juntas um organismo, a taxa fotossintética pode superar a soma das taxas obtidas com cada faixa separada, fenômeno chamado efeito Emerson. Sob iluminação branca de fundo, a contribuição extra da luz verde pode se aproximar da contribuição da vermelha e superar a da azul. O acréscimo de luz verde entre 500 e 600 nm também pode aumentar o crescimento e a biomassa. A luz verde também pode orientar as folhas para a fonte luminosa pela fotomorfogênese, aumentando a fotossíntese e a biomassa. Algumas cianobactérias, como Synechococcus sp. PCC 7335, utilizam vermelho distante sob baixa intensidade luminosa.

A fotoaclimatação ao vermelho distante substitui parte das clorofilas usuais por clorofilas d e f e remodela os fotossistemas. Estruturas obtidas por microscopia crioeletrônica mostram onde esses pigmentos ficam no fotossistema II e como ampliam a absorção sem eliminar a necessidade de controlar as perdas de energia.

A maioria dos organismos fotossintetizantes utiliza radiação solar, por isso a fotossíntese ocorre sobretudo perto da superfície. Em uma chaminé hidrotermal negra a cerca de 2.500 m de profundidade, na Dorsal do Pacífico Oriental, foi descoberta uma bactéria verde sulfurosa que realiza fotossíntese anoxigênica com sulfeto de hidrogênio ou enxofre como redutor. A luz solar não chega a essa profundidade. Seus clorossomos, muito sensíveis, captam a fraca radiação térmica da fonte hidrotermal.

Ciclo de Calvin

As reações independentes da luz, também chamadas "escuras", não absorvem fótons diretamente, mas dependem do ATP e do NADPH produzidos sob luz. No ciclo de Calvin, a enzima RuBisCO capta CO₂ da atmosfera, e o NADPH ajuda a formar açúcares de três carbonos, depois combinados em sacarose e amido. A equação geral dessas reações nas plantas verdes é:^:128

3 CO₂ + 9 ATP + 6 NADPH + 6 H⁺ → C₃H₆O₃-fosfato + 9 ADP + 8 P_i + 6 NADP⁺ + 3 H₂O

A fixação de carbono produz um açúcar intermediário de três carbonos, convertido nos carboidratos finais. Os açúcares simples formados são utilizados na produção de outros compostos orgânicos, como a celulose estrutural e os precursores de lipídios e aminoácidos, ou como combustível para a respiração celular. Esta ocorre nas plantas e nos animais, que recebem carbono e energia vegetal pela cadeia alimentar.

Na fixação ou redução do dióxido de carbono, ele se combina com a ribulose-1,5-bisfosfato, um açúcar de cinco carbonos, formando duas moléculas de 3-fosfoglicerato, com três carbonos cada. Na presença de ATP e NADPH das etapas dependentes da luz, o 3-fosfoglicerato é reduzido a gliceraldeído-3-fosfato. Esse produto também é chamado de 3-fosfogliceraldeído, PGAL, ou, de modo mais geral, triose-fosfato. Cinco de cada seis moléculas produzidas regeneram a ribulose-1,5-bisfosfato, permitindo a continuidade do ciclo. As trioses-fosfato que não são recicladas costumam se condensar em hexoses-fosfato, que originam sacarose, amido, celulose, glicose e frutose. Os açúcares do metabolismo do carbono fornecem esqueletos carbônicos para outras reações metabólicas, como a produção de aminoácidos e lipídios.

Fotorrespiração

Quando a RuBisCO usa O₂ no lugar de CO₂, a ribulose-1,5-bisfosfato origina uma molécula de 3-fosfoglicerato e uma de 2-fosfoglicolato, ou 2PG. O 3-fosfoglicerato segue para o ciclo de Calvin. O 2PG interfere em enzimas do metabolismo fotossintético e precisa ser reciclado.

A reciclagem pelo cloroplasto, pelo peroxissomo e pela mitocôndria transforma duas moléculas de 2PG em uma de 3-fosfoglicerato que retorna ao ciclo de Calvin, enquanto um CO₂ e uma amônia são liberados. O processo gasta ATP e poder redutor. A maior parte da amônia é reassimilada no cloroplasto pelas enzimas glutamina sintetase e glutamato sintase, o que acrescenta custo energético em vez de produzir uma perda inevitável de nitrogênio.

O consumo de O₂ e a liberação de CO₂ dependem da luz porque o substrato surge durante a fixação fotossintética. A fotorrespiração reduz o ganho líquido de carbono, sobretudo sob calor, seca ou pouco CO₂, mas também remove 2PG, participa do metabolismo do nitrogênio e oferece um caminho para energia e elétrons excedentes.

Fotossíntese C3, C4, C3-C4 e CAM

As plantas com fixação de carbono C₄ fixam dióxido de carbono nas células do mesófilo ao incorporá-lo ao fosfoenolpiruvato, PEP, de três carbonos. A reação, catalisada pela PEP carboxilase, produz ácido oxaloacético, de quatro carbonos. O ácido oxaloacético ou malato resultante é transportado para células especializadas da bainha do feixe vascular, onde ficam a RuBisCO e as demais enzimas do ciclo de Calvin. A descarboxilação desses ácidos libera CO₂, fixado pela RuBisCO em ácido 3-fosfoglicérico, de três carbonos. A separação física entre a RuBisCO e as reações luminosas que produzem oxigênio reduz a fotorrespiração e eleva a fixação de CO₂ e a capacidade fotossintética da folha.

Sob luz intensa e temperaturas elevadas, as plantas C₄ podem produzir mais açúcar que as plantas C₃. Entre as culturas agrícolas C₄ estão milho, sorgo, cana-de-açúcar e milhete. As plantas que não usam PEP carboxilase na fixação são chamadas C₃, pois a carboxilação inicial, catalisada pela RuBisCO, produz diretamente ácidos 3-fosfoglicéricos no ciclo de Calvin-Benson. Mais de 90% das plantas usam a via C₃ e cerca de 3% usam a via C₄.

Ao decompor seletivamente a glicina produzida na fotorrespiração, a fotossíntese C₂ eleva a concentração de carbono perto da RuBisCO. Esse estado aparece como intermediário em muitas linhagens que evoluíram para C₄, mas também pode persistir como uma via funcional por si mesma.

Xerófitas, como os cactos e a maioria das suculentas, também utilizam PEP carboxilase para captar dióxido de carbono no metabolismo ácido das crassuláceas, CAM. A via C₄ separa espacialmente a fixação de CO₂ ao PEP e o ciclo de Calvin.

No CAM, a separação ocorre no tempo porque as plantas fixam CO₂ à noite, quando mantêm os estômatos abertos. Sua anatomia foliar também difere da encontrada nas plantas C₃. Armazenam-no sobretudo como ácido málico, pela carboxilação do fosfoenolpiruvato a oxaloacetato, depois reduzido a malato. Durante o dia, a descarboxilação do malato libera CO₂ no interior das folhas, permitindo que a RuBisCO o fixe em 3-fosfoglicerato. Cerca de 6,9% das plantas vasculares usam CAM, com intervalo plausível de 4,6 a 8,5%. A via surgiu repetidamente e seu uso pode ser facultativo ou obrigatório.

Plantas que acumulam oxalato de cálcio, como Amaranthus hybridus e Colobanthus quitensis, realizam uma variante em que os cristais desse sal são reservas dinâmicas de carbono, fornecendo CO₂ às células fotossintéticas quando os estômatos estão parcial ou totalmente fechados. O processo recebeu o nome de fotossíntese de alarme. Sob estresse, como déficit hídrico, a enzima oxalato oxidase converte o oxalato liberado pelos cristais em CO₂, que pode alimentar o ciclo de Calvin. O peróxido de hidrogênio, H₂O₂, subproduto reativo dessa reação, pode ser neutralizado pela catalase. Essa variante se soma às vias C₄ e CAM, mas sua bomba bioquímica reutiliza carbono armazenado no interior do órgão, em vez de captar esse carbono diretamente da atmosfera.

Forma intermediária C3-C4

Nas plantas intermediárias C₃-C₄, o primeiro produto pode ter quatro carbonos, mas o ciclo de Calvin ocorre no mesófilo e na bainha vascular. As células desses dois tecidos são anatomicamente diferenciadas.

Algumas algas, como Chlorella vulgaris e Porphyridium cruentum, podem assimilar CO₂ pela ribulose-bisfosfato ou pelo PEP, alternando as vias conforme as condições.

Mecanismos de concentração de carbono na água

As cianobactérias têm carboxissomos, que concentram CO₂ ao redor da RuBisCO e elevam a taxa de fotossíntese. Dentro deles, a anidrase carbônica libera CO₂ de íons bicarbonato dissolvidos, HCO₃⁻. A RuBisCO concentrada no carboxissomo o capta rapidamente, antes que se difunda para fora. Outra anidrase carbônica forma bicarbonato a partir do CO₂ externo à célula, e uma proteína de membrana o bombeia ativamente para dentro. Como têm carga elétrica, esses íons não atravessam livremente a membrana. No citosol, sua reconversão em CO₂ é lenta sem anidrase carbônica, o que permite seu acúmulo e difusão para os carboxissomos. Os pirenoides de algas e antóceros também concentram CO₂ ao redor da RuBisCO.

Vias microbianas alternativas

O ciclo de Calvin responde pela maior parte da fixação fotossintética do carbono, embora procariontes autotróficos também disponham de outras rotas. Entre elas estão o ciclo redutivo do ácido cítrico, o ciclo do 3-hidroxipropionato, o ciclo do 3-hidroxipropionato e 4-hidroxibutirato, o ciclo redutivo da acetil-CoA e a via do dicarboxilato e 4-hidroxibutirato. A distribuição dessas vias ajuda a reconstruir a evolução inicial do metabolismo do carbono.

Ciclo redutivo do citrato

Ver também: Ciclo de Krebs reverso. As bactérias verdes sulfurosas e as verdes não sulfurosas assimilam CO₂ na fotossíntese anoxigênica pelo ciclo redutivo do citrato e pelo ciclo do 3-hidroxipropionato, respectivamente.

Balanço energético e medidas de eficiência

A eficiência da fotossíntese pode relacionar fótons absorvidos à quantidade de CO₂ fixada, comparar a energia química armazenada com a energia luminosa recebida ou medir quanta biomassa permanece depois da respiração. Essas grandezas não são intercambiáveis. Uma folha pode ter alto rendimento quântico sob luz fraca e, ainda assim, converter uma parcela pequena de toda a radiação solar em biomassa ao longo de um dia.

No ciclo de Calvin, a fixação de um CO₂ requer no mínimo três ATP e dois NADPH. A produção de um equivalente de glicose a partir de seis CO₂ requer dezoito ATP e doze NADPH. O transporte linear precisa de pelo menos oito fótons absorvidos, quatro em cada fotossistema, para fornecer os elétrons necessários à fixação de um CO₂. Fotorrespiração, transporte alternativo e proteção contra excesso de luz elevam esse número em condições naturais.

A radiação de 400 a 700 nm, PAR, contém cerca de 48,7% da energia do espectro solar usado no cálculo padrão. Folhas refletem ou transmitem parte dela. Fótons azuis carregam mais energia que o centro de reação consegue conservar, e o excesso se perde como calor. Outras perdas surgem na fotoquímica, na síntese de carboidratos, na fotorrespiração e na respiração.

Em um dossel ideal, a 30 °C e 387 ppm de CO₂, os limites calculados chegam a 4,6% da radiação solar total convertida em biomassa nas plantas C₃ e 6,0% nas C₄. Se o denominador inclui apenas a PAR, os mesmos limites passam a 9,4% e 12,3%. Esses valores são tetos definidos pelas hipóteses do modelo, não taxas esperadas para qualquer planta ou lavoura.

No campo, sombreamento entre folhas, variações de luz e temperatura, falta de água ou nutrientes, pragas, envelhecimento dos tecidos e respiração reduzem a conversão durante a estação de crescimento. A produção primária líquida desconta a respiração dos próprios produtores, enquanto o rendimento agrícola ainda depende de quanto da biomassa chega à parte colhida.

Luz

A taxa fotossintética aumenta com a iluminância até um limite próprio de cada espécie. As folhas muitas vezes acompanham a posição do Sol, orientando-se perpendicularmente aos raios para captar mais luz. Os cloroplastos também se reposicionam. Sob luz fraca, como em dias muito nublados, sua face larga fica voltada à luz. Sob luz intensa, expõem a face estreita. O citoesqueleto promove essa orientação.

Nas C₃, a elevação da iluminância chega ao ponto de saturação luminosa, a partir do qual não aumenta a fotossíntese. A disponibilidade atmosférica de CO₂ passa a limitar o processo. As C₄ dependem menos da concentração atmosférica por concentrarem o gás e podem continuar respondendo ao aumento da luz mesmo sob sol pleno. A intensidade necessária à saturação também varia entre plantas de sol e de sombra.

Plantas de sombra se adaptam a intensidades baixas, e plantas de sol, a intensidades altas. Uma mesma planta pode ter folhas diferentes. Na faia, folhas de sol são pequenas e espessas. Folhas de sombra, maiores e finas, ficam perto do solo, com menos luz. As folhas de sol têm mais camadas de parênquima paliçádico, aproveitando melhor a radiação intensa.

Folhas formadas sob sol intenso costumam ter maior capacidade fotossintética e alcançar o ponto de saturação sob irradiância mais alta. Folhas de sombra, como as de Oxalis acetosella, aproveitam melhor a luz fraca, mas chegam mais cedo a uma taxa máxima menor.

Sob pouca luz, o ganho de carbono e a produção de oxigênio podem ficar abaixo da perda de carbono e do consumo de oxigênio pela respiração celular. Seu equilíbrio define o ponto de compensação luminosa. Ele é maior nas C₄, menor nas plantas de sol e ainda menor nas de sombra, que conseguem fotossíntese líquida sob luz muito fraca.

Luz excessiva pode causar fotodestruição e reduzir a taxa fotossintética, como quando uma planta de sombra é exposta subitamente a sol forte. Sob temperaturas baixas, a atividade enzimática reduzida também favorece danos pela luz.

A água absorve luz e limita sua disponibilidade, o que exige maior eficiência dos organismos fotossintéticos submersos. No auge de seu crescimento em lagos, o fitoplâncton pode absorver 70% da luz incidente.

A absorção e a dispersão aumentam com a profundidade, e cada espécie tem um ponto de compensação próprio. A profundidade em que a respiração e a decomposição da matéria orgânica igualam a produção fotossintética no conjunto do ecossistema é o nível de compensação. Ela depende da comunidade e não coincide obrigatoriamente com um percentual fixo de luz. Em estudos ópticos, a base da zona eufótica costuma ser estimada pela profundidade que recebe 1% da radiação fotossinteticamente ativa da superfície, de poucos metros em águas turvas a cerca de 150 m em águas muito transparentes. A zona eufótica, ou trofogênica, é a camada superficial onde há luz suficiente para produção fotossintética mensurável. Abaixo dela fica a zona afótica, ou trofolítica.

Como as macrófitas precisam de pelo menos 2% da luz que chega à superfície, a transparência da água determina até que profundidade elas conseguem crescer. No lago Titicaca, plantas vasculares como Potamogeton strictus foram encontradas a 11 m, carófitas a 14 m e musgos a 29 m. No lago Tahoe, as plantas vasculares alcançam 6,5 m, e as carófitas e os musgos, 75 m.

Nesse lago, a produção primária das algas é mensurável a 105 m, e a alga verde Gongrosira foi encontrada a 160 m. Perto da superfície, o excesso de luz pode causar fotoinibição. Nos casos citados, ela começa entre 200 e 800 µmol de fótons·m⁻²·s⁻¹, e a fotossíntese cessa acima de 1.400 µmol de fótons·m⁻²·s⁻¹. A camada afetada vai de 0 a 0,5 m em águas húmicas e, em lagos transparentes sob sol forte, pode alcançar 30 m.

Dióxido de carbono e oxigênio

A adubação com composto eleva a concentração de CO₂ perto do solo, pois microrganismos oxidam a matéria orgânica e liberam o gás. Nas estufas, a injeção de CO₂ aumenta a fotossíntese e a produção de biomassa, desde que a luz não se torne o fator limitante. Concentrações superiores a 1% em volume podem prejudicar muitas plantas.

Na água, o carbono inorgânico dissolvido pode estar na forma de CO₂, bicarbonato, HCO₃⁻, ou carbonato, CO₃²⁻. A proporção depende do pH e das substâncias tamponantes presentes, como as do sistema carbonato-bicarbonato. Em pH alto, predominam bicarbonato e carbonato. Em pH baixo, aumenta a fração de CO₂ dissolvido. Essas formas não são igualmente acessíveis aos organismos fotossintéticos. A maioria utiliza sobretudo CO₂ molecular. A assimilação de bicarbonato ocorre em menos espécies, como a alga verde Hydrodictyon africanum, algumas diatomáceas e plantas vasculares.

O uso de bicarbonato aumenta a quantidade de carbono disponível e pode dar uma vantagem competitiva. Algas dos gêneros Anabaena, Microcystis e Scenedesmus aproveitaram até 90% do carbono disponível em condições experimentais, e macrófitas como Myriophyllum spicatum e Potamogeton perfoliatus, até 70%. Organismos incapazes de assimilar bicarbonato utilizaram até 5%. Os que o assimilam podem viver em águas com pH 11, nas quais praticamente não há CO₂ dissolvido. Muitas algas consomem primeiro o bicarbonato, e a taxa de fotossíntese cai quando ele se esgota. Isso é particularmente perceptível em águas alcalinas, onde bicarbonatos e carbonatos predominam.

Plantas aquáticas submersas que não utilizam bicarbonato nem têm acesso ao CO₂ atmosférico podem ter pontos de compensação de 2 a 12 µmol/L de CO₂ dissolvido. Nas plantas capazes de obter carbono inorgânico de outras fontes, os valores ficam entre 60 e 110 µmol/L. O bicarbonato não entra diretamente no ciclo de Calvin. A anidrase carbônica converte-o em CO₂, que pode ser fixado pela RuBisCO. Em Chlorella vulgaris, a atividade dessa enzima diminui quando a concentração de CO₂ aumenta, e cresce sob concentrações normais ou baixas. A resposta envolve o efeito do pH, que depende do CO₂, sobre as propriedades da enzima.

A concentração de oxigênio dentro da folha depende da produção nas reações fotoquímicas, do consumo metabólico e da difusão até o ar. O fechamento dos estômatos reduz a entrada de CO₂ e limita a troca de gases, elevando a razão O₂/CO₂ perto da RuBisCO e favorecendo a fotorrespiração.

Como o CO₂ e o O₂ competem pelo mesmo sítio catalítico da RuBisCO, o aumento do oxigênio favorece a oxigenação da ribulose-1,5-bisfosfato, inicia a fotorrespiração e reduz a fixação líquida de carbono. A liberação de CO₂ sob iluminação e por um curto intervalo após o fim da luz decorre dessa atividade. Ao mesmo tempo, a fotossíntese intensa diminui o CO₂ disponível na célula, favorecendo ainda mais a oxigenação. Isso ocorre sobretudo quando seca, salinidade ou calor causam o fechamento dos estômatos e dificultam a saída de O₂ e a entrada de CO₂. A fotorrespiração pode proteger o aparelho fotossintético nessas condições ao liberar CO₂ e manter parte das reações de assimilação.^:301–304 Nas plantas C₄, a fotorrespiração é muito reduzida, e concentrações de oxigênio próximas da atmosférica pouco alteram a taxa de fotossíntese. Essas plantas, porém, são mais sensíveis ao frio.^:109–114

Em concentrações de oxigênio superiores à atmosférica, a taxa fotossintética também cai nas plantas C₄, possivelmente pelo aumento da reação de Mehler. O excesso de oxigênio produzido sob luz intensa pode gerar espécies reativas, causar foto-oxidação da clorofila e degradar os fotossistemas.^:621–626

As bactérias fotossintéticas podem ser anaeróbias facultativas ou obrigatórias. As bactérias verdes da família Chlorobiaceae morrem na presença de oxigênio. Algumas bactérias púrpuras são anaeróbias sob luz e passam a um metabolismo heterotrófico aeróbio no escuro. Sob luz intensa, quando faltam CO₂ ou outros aceptores para os elétrons, cianobactérias também podem acumular espécies reativas de oxigênio e sofrer foto-oxidação. Calor e escassez de nutrientes agravam o dano, enquanto carotenoides e outras rotas de proteção o limitam.

Temperatura

As reações enzimáticas da fotossíntese dependem da temperatura. Plantas de montanha podem fotossintetizar pouco abaixo de 0 °C, e plantas de deserto, perto de 50 °C. As algas, sobretudo as cianobactérias, toleram uma faixa mais ampla. Algumas algas eucarióticas vivem e fotossintetizam a 55–60 °C, embora o limite da maioria fique perto de 40 °C. Cianobactérias termófilas realizam fotossíntese até cerca de 75 °C em águas neutras ou alcalinas e 56 °C em águas ácidas. Sob iluminação adequada, o ótimo térmico de muitas plantas fica perto de 30 °C e tende a ser menor nas C₃ que nas C₄.^:124–125

Acima da faixa ótima, a taxa fotossintética cai à medida que a respiração e a fotorrespiração aumentam. Quando a temperatura passa de 40 °C, a RuBisCO perde afinidade pelo CO₂ e passa a favorecer sua atividade de oxigenase sobre a ribulose-1,5-bisfosfato. Entre 60 e 70 °C, os complexos de clorofila e proteína sofrem desnaturação, e a atividade fotossintética cessa. O calor também aumenta a fluidez das membranas e permite a fuga de íons, inclusive prótons, do interior dos tilacoides. Mesmo com transporte de elétrons, o gradiente de prótons necessário à síntese de ATP deixa de se manter. No frio, a menor fluidez das membranas limita a difusão dos transportadores móveis, sobretudo plastoquinona e plastocianina, e reduz a eficiência da etapa fotoquímica.^:312–313

O aumento da temperatura torna as células mais sensíveis à foto-oxidação, e a combinação de calor com alta concentração de oxigênio após florações de verão pode matar cianobactérias que, em outras condições, crescem bem em águas quentes.

Algumas cianobactérias termófilas têm ótimo fotossintético entre 68 e 72 °C, e as moderadamente termófilas, entre 45 e 50 °C. Certas linhagens criófilas da alga verde Chlamydomonas nivalis fotossintetizam melhor a 3 °C, embora outras linhagens alcancem seu ótimo a 20 °C.

Água, umidade e nutrientes

A água que fornece elétrons ao fotossistema II é uma parcela pequena do uso hídrico da planta. A maior perda ocorre pela transpiração, que acompanha a difusão de CO₂ pelos estômatos. A entrada de CO₂, por isso, depende dos estômatos, cuja abertura responde à umidade do ar e à água fornecida às folhas pelas raízes. Na seca, as células-guarda fecham os estômatos para evitar a desidratação. A entrada de CO₂ cai e passa a limitar a fotossíntese. A concentração de CO₂ torna as C₄ menos afetadas que as C₃. O metabolismo CAM é outra adaptação à escassez de água. A irrigação pode elevar a umidade e a taxa fotossintética.

A abundância de clorofila nas células costuma impedir que ela limite a fotossíntese. Há diferenças entre plantas de sol e de sombra. As de sombra têm mais clorofila, grana especialmente grandes e antenas maiores. A proporção de clorofila a em relação à b costuma ser menor nas folhas de sombra. A composição dessas antenas amplia o aproveitamento das faixas pouco absorvidas.

Como a oferta de nutrientes altera a quantidade de pigmentos, proteínas e aceptores usados na fotossíntese, a falta de nitrogênio assimilável sob luz forte pode limitar a síntese de proteínas e mudar a proporção entre proteínas e carboidratos produzidos pelas algas.

Da folha ao ecossistema

A produção primária bruta, PPB, soma o carbono fixado pelos produtores antes de descontar seu próprio metabolismo. A produção primária líquida, PPL, é a PPB menos a respiração autotrófica e corresponde ao carbono que pode aumentar a biomassa, alimentar consumidores ou entrar no solo e nos sedimentos.

Não existe uma fração fixa da luz solar que chegue à PPL em todos os ecossistemas. A folha reflete ou transmite parte da radiação, dissipa energia como calor e pode saturar sob luz forte. No dossel, folhas sombreadas ainda aproveitam luz que atravessou as camadas superiores. Respiração, temperatura, água, nutrientes e duração da estação de crescimento alteram o resultado. Os limites fotoquímicos da seção anterior funcionam como referência, enquanto as eficiências medidas durante uma safra ou um ano costumam ser menores.

Produção terrestre e marinha

Estimativas por cor do oceano, vegetação terrestre e modelos situam a produção primária líquida global perto de 100 petagramas de carbono por ano, dividida de forma aproximada entre continentes e oceanos. A incerteza permanece alta porque os métodos observam propriedades diferentes e precisam extrapolar áreas pouco amostradas.

O ciclo diário de oxigênio medido por flutuadores biogeoquímicos Argo corresponde a uma PPL oceânica estimada em 53 Pg C por ano. Essa medida permite comparar os resultados obtidos por satélites e modelos, embora as diferenças entre os métodos permaneçam.

A fotossíntese oxigênica responde pela maior parte da PPL global, enquanto bactérias com bacterioclorofila ou rodopsinas também podem obter energia da luz sem fixar CO₂. Sua abundância ou absorção luminosa, por isso, não equivale diretamente a produção primária. A fotossíntese anoxigênica tem contribuição global menor, mas pode sustentar grande parcela da produção em lagos estratificados, tapetes microbianos e zonas onde há sulfeto, ferro II ou outros doadores. Quando o doador reduzido veio da decomposição de matéria orgânica já existente, parte dessa produção recicla carbono. Fontes geotérmicas podem fornecer elétrons de origem não biológica.

Entre 2003 e 2021, a produção terrestre aumentou em média e a marinha diminuiu, mas as tendências mudaram muito de uma região para outra. O pequeno crescimento da soma global ficou próximo da margem de incerteza.

Ciclos do carbono e do oxigênio

A fotossíntese retira carbono inorgânico do ar ou da água e o incorpora à matéria orgânica. A respiração, a decomposição e a combustão devolvem grande parte desse carbono ao ambiente. O armazenamento em madeira, solos, sedimentos e rochas prolonga sua permanência fora da atmosfera. Quase todo o oxigênio molecular livre tem origem na oxidação fotossintética da água, enquanto a respiração e outras oxidações o consomem.

A fotossíntese transforma carbono inorgânico em matéria orgânica e fornece alimento à maior parte dos organismos da Terra. Os organismos heterotróficos utilizam a energia contida nesses compostos. A quimiossíntese, realizada por algumas bactérias, também produz matéria orgânica a partir de carbono inorgânico, embora em quantidade muito menor na escala global.

Algumas cianobactérias conciliam a fotossíntese oxigênica com a fixação de nitrogênio, que exige condições anaeróbias, separando os processos em células especializadas, os heterocistos.^:64

Teias alimentares e usos humanos

A energia química dos combustíveis fósseis, como carvão, turfa, petróleo e gás natural, veio de matéria orgânica produzida por fotossíntese e transformada durante longos intervalos geológicos. A produção fotossintética também fornece alimentos, madeira, fibras e matérias-primas usadas pela indústria química e farmacêutica.

Origem e evidências geológicas

A fotossíntese surgiu cedo na evolução da vida, mas as rochas mais antigas raramente conservam um sinal capaz de indicar qual organismo vivia ali ou qual doador de elétrons utilizava. Reconstruções evolutivas costumam situar formas anoxigênicas antes da oxigênica. As linhagens atuais com um único tipo de centro de reação não são etapas preservadas desse caminho, e perdas de genes, duplicações e transferências entre microrganismos dificultam a ordem e as datas exatas.

A fotossíntese oxigênica já existia antes do Grande Evento de Oxigenação, ocorrido entre cerca de 2,5 e 2,3 bilhões de anos atrás. O oxigênio produzido antes desse evento podia reagir com ferro II, enxofre e gases vulcânicos, formando regiões oxigenadas sem se acumular de modo duradouro na atmosfera. Sedimentos marinhos de 2,87, 2,85 e 2,78 bilhões de anos contêm anomalias de cério cuja oxidação foi datada como contemporânea à deposição. O resultado sustenta produção local de O₂ nessa época e coloca a origem da fotossíntese oxigênica no Mesoarqueano ou antes. Isótopos de nitrogênio em rochas de 2,68 bilhões de anos também são compatíveis com um ciclo local que incluía reações dependentes de oxigênio.

Estromatólitos e microfósseis mostram que comunidades microbianas já existiam no Arqueano, e parte delas provavelmente era fototrófica. A morfologia, porém, não distingue com segurança cianobactérias oxigênicas de outros microrganismos ou de estruturas sem origem biológica. Esteranos e hopanos também perderam força como marcadores exclusivos, pois podem sofrer contaminação, remobilização e não pertencem a um único grupo. Metais sensíveis à oxirredução e seus isótopos oferecem sinais de O₂, mas exigem que a oxidação seja demonstrada como contemporânea à formação da rocha.

A matéria orgânica antiga costuma ser pobre em ¹³C, sinal de fixação biológica preferencial de ¹²C. Essa assinatura sustenta metabolismo autotrófico, mas não separa fotossíntese de vias quimiolitotróficas. A evidência celular direta mais antiga de fotossíntese oxigênica consiste em membranas tilacoidais preservadas em microfósseis de 1,75 bilhão de anos. Essas membranas permitem reconhecer cianobactérias oxigênicas sem depender apenas da forma externa do fóssil ou de marcadores químicos.

As proteínas dos centros de reação surgiram muito antes das linhagens bacterianas atuais, mas perdas, duplicações e transferências de genes misturaram os sinais preservados em suas sequências. Por isso, a comparação molecular sozinha não permite saber qual grupo realizou primeiro cada forma de fotossíntese. Grupos não fotossintéticos próximos das cianobactérias podem ter perdido parte do aparelho, mas essa hipótese também depende da reconstrução das relações entre linhagens.

Centros de reação e linhagens procarióticas

Os centros de reação do tipo I e do tipo II compartilham simetria, cofatores em posições correspondentes e proteínas com ancestralidade comum. A divergência entre os dois tipos ocorreu cedo, antes da separação das linhagens que os conservam. Duplicações posteriores transformaram centros homodiméricos em pares de subunidades diferentes, enquanto perdas e transferências horizontais distribuíram módulos fotossintéticos entre bactérias.

Bactérias púrpuras e verdes filamentosas conservam apenas centros do tipo II. Bactérias verdes sulfurosas e heliobactérias conservam apenas o tipo I. As cianobactérias são as únicas linhagens conhecidas que acoplam os dois tipos em série, como fotossistema II e fotossistema I, e usam o primeiro para oxidar água. A sequência exata que reuniu os centros e originou o complexo de evolução do oxigênio não foi resolvida. Modelos atuais precisam acomodar a ancestralidade comum das proteínas, a antiguidade das duplicações e a intensa transferência de genes, sem exigir uma fusão recente de dois organismos completos.

Endossimbiose e origem dos cloroplastos

A origem dos cloroplastos pode ser explicada por uma simbiose tão estreita que uma bactéria passou a fazer parte permanente de outra célula. Os cloroplastos ainda conservam traços bacterianos, como cromossomo circular, ribossomos do tipo procariótico e proteínas do centro de reação fotossintético. A teoria endossimbiótica propõe que células eucariontes primitivas incorporaram bactérias fotossintetizantes por endocitose, dando origem às primeiras células vegetais. Os cloroplastos seriam, assim, bactérias adaptadas à permanência no interior dessas células. Como as mitocôndrias, possuem DNA próprio, separado do DNA nuclear da célula hospedeira, com genes semelhantes aos das cianobactérias.

Como o DNA dos cloroplastos codifica proteínas de oxirredução, entre elas as dos centros de reação, a hipótese CoRR relaciona a permanência desses genes na organela à necessidade de regular sua expressão perto dos produtos e das reações que eles controlam.

Linhagens de plastídios

Excluídos os organismos simbióticos e cleptoplásticos, as linhagens são:

• Glaucófitas, algas vermelhas e verdes, do clado Archaeplastida, unicelulares e multicelulares.
• Criptófitas, do clado Cryptista, unicelulares.
• Haptófitas, do clado Haptista, unicelulares.
• Dinoflagelados e cromerídeos, do superfílio Myzozoa, e Pseudoblepharisma, do filo Ciliophora, no clado Alveolata, unicelulares.
• Ocrófitas, do clado Stramenopila, unicelulares e multicelulares.
• Cloraracniófitas e três espécies de Paulinella, do filo Cercozoa, no clado Rhizaria, unicelulares.
• Euglenídeos, do clado Excavata, unicelulares.

Com exceção dos euglenídeos, todos esses grupos pertencem a Diaphoretickes, mas seus plastídios não têm uma única origem imediata. Archaeplastida e as Paulinella fotossintetizantes adquiriram plastídios de duas membranas em dois eventos separados de endossimbiose primária, cada um com a incorporação de cianobactérias. Os plastídios dos outros grupos vieram de algas vermelhas ou verdes, formando as chamadas "linhagens vermelhas" e "linhagens verdes". A exceção conhecida é o ciliado Pseudoblepharisma tenue, que, além de plastídios derivados de algas verdes, abriga uma bactéria púrpura sulfurosa simbionte. Nos dinoflagelados e euglenídeos, três membranas envolvem os plastídios. Nas demais linhagens, são quatro.

Criptófitas e cloraracniófitas têm um nucleomorfo, resto do núcleo da alga original, entre as membranas internas e externas do plastídio. Ele deriva de uma alga vermelha nas criptófitas e de uma verde nas cloraracniófitas. Alguns dinoflagelados perderam a capacidade fotossintética e a readquiriram por novos eventos endossimbióticos com outras algas. Muitos desses grupos eucarióticos são mixotróficos e obtêm alimento por heterotrofia em diferentes graus, além de realizar fotossíntese.

Evolução das vias C4 e CAM

O fóssil de gramínea Tomlinsonia, com anatomia foliar típica de plantas C₄, tem de 12 a 13 milhões de anos. Reconstruções moleculares situam origens C₄ anteriores em linhagens de gramíneas, mas as datas variam e a via surgiu repetidamente. Entre oito e quatro milhões de anos atrás, campos C₄ se expandiram em partes de ao menos quatro continentes. Concentrações baixas de CO₂ favoreceram a origem da via. Os valores reconstruídos do gás permanecem relativamente estáveis durante a expansão dos campos, por isso uma queda global de CO₂ não a explica. Mudanças regionais na sazonalidade das chuvas, na seca e na frequência do fogo oferecem explicações mais compatíveis com a distribuição geográfica do fenômeno. Gramíneas C₄ respondem por cerca de 20% da fixação bruta de carbono em terra.

A fotossíntese C₄ surgiu de forma independente em mais de sessenta linhagens de plantas. O CAM também apareceu repetidas vezes e pode ser expresso de modo flexível dentro de uma mesma linhagem. As duas vias concentram CO₂ perto da RuBisCO, mas uma o separa no espaço e a outra no tempo.

Experimentos iniciais

Na Antiguidade, Empédocles propôs que as folhas absorviam parte do ar, enquanto Aristóteles e Teofrasto entendiam que as plantas retiravam da terra os materiais necessários ao crescimento. Em 1671, Marcello Malpighi submeteu essa ideia a testes e propôs que a luz processava a seiva nas folhas. Stephen Hales retomou a participação do ar na nutrição vegetal e, em 1725, propôs que a luz afetava as plantas de outra forma além do aquecimento.

Embora algumas etapas ainda não sejam inteiramente compreendidas, a equação geral da fotossíntese é conhecida desde o século XIX.

Jan van Helmont começou a investigar o processo em meados do século XVII, medindo a massa do solo e da planta durante seu crescimento. Como a massa do solo mudava muito pouco, formulou a hipótese de que a massa adquirida pela planta vinha da água, única substância que acrescentava ao vaso. A hipótese estava parcialmente correta, pois grande parte da massa vem do dióxido de carbono e da água. O experimento abriu caminho para a ideia de que a maior parte da biomassa vegetal vem dos insumos da fotossíntese.

O químico e ministro religioso Joseph Priestley isolou um volume de ar sob um recipiente invertido e acendeu nele uma vela, que liberava CO₂. A chama se apagava muito antes de consumir toda a cera. Um camundongo também podia tornar o ar impróprio à respiração. Priestley demonstrou que uma planta restaurava o ar alterado pela vela e pelo animal.

Em 1779, Jan Ingenhousz repetiu os experimentos de Priestley e constatou que a exposição da planta à luz solar permitia recuperar o ar necessário ao camundongo em poucas horas. Ele também verificou que a liberação fotossintética de oxigênio se concentrava nas folhas e nas partes verdes da planta.

Em 1796, o pastor, botânico e naturalista suíço Jean Senebier demonstrou que as plantas verdes consomem dióxido de carbono e liberam oxigênio sob a luz. Mesmo sob iluminação, a liberação cessava quando faltava CO₂. Pouco depois, Nicolas-Théodore de Saussure demonstrou que o aumento de massa durante o crescimento não podia vir apenas do CO₂, exigindo incorporação de água e absorção de nutrientes minerais. Ficava estabelecida a reação básica pela qual os organismos produzem alimento, como a glicose, por fotossíntese.

A teoria de que o húmus fornecia diretamente a matéria vegetal persistiu até o século XIX. Os experimentos de Justus von Liebig com adubos minerais estabeleceram que as plantas assimilam substâncias inorgânicas. Pierre Joseph Pelletier e Joseph Bienaimé Caventou deram o nome clorofila ao pigmento verde em 1818, e Hugo von Mohl descreveu em detalhe os grânulos que a continham. Na década de 1860, Julius von Sachs relacionou a iluminação à formação de amido nesses corpos. Andreas Franz Wilhelm Schimper reuniu depois cloroplastos, leucoplastos e cromoplastos numa mesma família de plastídios.

Elucidação das reações luminosas e da fixação do carbono

No início do século XX, Frederick Blackman mediu como a taxa fotossintética respondia à luz, ao CO₂ e à temperatura. Sob pouca luz, elevar a temperatura mudava pouco a taxa. Com mais luz, processos sensíveis à temperatura passavam a impor o limite. Essa distinção ajudou a separar o domínio fotoquímico do metabolismo do carbono, sem tratá-los como processos independentes.

Ao comparar bactérias púrpuras sulfurosas e bactérias verdes, Cornelis Bernardus van Niel formulou a fotossíntese como uma reação de oxirredução movida pela luz. Doadores diferentes podiam fornecer o hidrogênio, os elétrons e os prótons usados para reduzir o dióxido de carbono. A comparação também levou à proposta de que, na fotossíntese oxigênica, o O₂ liberado provinha da água.

Na década de 1950, Robert Emerson mediu uma queda do rendimento fotossintético quando algas recebiam apenas luz vermelho distante. Ao acrescentar luz de menor comprimento de onda, a produção conjunta de oxigênio superou a soma das produções obtidas com cada feixe separado. O efeito de intensificação sustentou a existência de duas reações fotoquímicas que trabalham em série. Os dois centros receberam os nomes fotossistema I e fotossistema II. Seus pares especiais de clorofila são chamados P700 e P680, mas esses números não definem um limite rígido para toda a luz absorvida pelas antenas. Clorofilas, carotenoides e, conforme o grupo, ficobilinas ou fucoxantina ampliam o espectro aproveitado e distribuem a excitação entre os fotossistemas.

Em 1937 e 1939, Robert Hill mostrou que cloroplastos isolados liberavam oxigênio sob luz mesmo sem fixar CO₂, desde que recebessem um aceptor artificial de elétrons, como oxalato de ferro, ferricianeto ou benzoquinona. Na reação de Hill, A representa esse aceptor, que recebe elétrons enquanto a água é oxidada e o oxigênio é liberado:

2 H₂O + 2 A + luz, na presença de cloroplastos → 2 AH₂ + O₂

Experimentos com água marcada por oxigênio-18 confirmaram que o O₂ da fotossíntese vem da água. Em 1960, Hill e Fay Bendall propuseram que duas reações fotoquímicas, ligadas por transportadores de elétrons, explicavam o caminho da água ao NADP⁺. A disposição dos potenciais de oxirredução deu ao modelo o nome de esquema Z.

No fim da década de 1940, na Universidade da Califórnia em Berkeley, Melvin Calvin, Andrew Benson, James Bassham e cerca de vinte estudantes e pesquisadores acompanharam o metabolismo fotossintético do carbono com carbono-14 e cromatografia em papel. Em frações de segundo sob luz, a fixação de CO₂ pela alga Chlorella produzia ácido 3-fosfoglicérico, PGA, de três carbonos. Os experimentos permitiram reconstruir o ciclo de redução fotossintética do carbono, chamado ciclo de Calvin, Calvin-Benson, Benson-Calvin ou Calvin-Benson-Bassham. Calvin recebeu o Nobel de Química de 1961 por esse trabalho.

A teoria de transferência de elétrons de Rudolph Arthur Marcus relaciona a velocidade dessas reações à mudança de energia livre, à reorganização do ambiente molecular e ao acoplamento entre doador e aceptor. Ela passou a ser aplicada às separações de carga e às transferências rápidas que ocorrem nos centros de reação fotossintéticos.

Em 1950, Otto Kandler apresentou resultados experimentais de fotofosforilação in vivo, usando células intactas de Chlorella e interpretando-os como formação de ATP dependente da luz. Em 1954, Daniel I. Arnon e seus colaboradores descobriram a fotofosforilação in vitro em cloroplastos isolados, com auxílio de ³²P.

Louis N. M. Duysens, Jan Amesz e B. M. Kamp observaram que uma faixa de luz oxidava o citocromo f, enquanto outra promovia sua redução. O resultado mostrou que as duas reações luminosas estavam ligadas em série e forneceu uma comprovação espectroscópica do modelo.

Fisiologistas vegetais também mediam trocas gasosas foliares com analisadores de gás por infravermelho e câmaras para folhas. Resultados de 10 a 13 μmol CO₂ m⁻² s⁻¹ levaram à ideia de que todas as plantas terrestres tinham capacidades semelhantes e saturavam com menos de metade da luz solar plena.

Entre 1958 e 1963, na Universidade Cornell, o milho cultivado em campo apresentou taxas foliares de cerca de 40 μmol CO₂ m⁻² s⁻¹, sem saturação perto da luz solar plena. Essa taxa, quase o dobro das observadas em trigo e soja, mostrou que as plantas superiores não tinham todas a mesma capacidade fotossintética.

Na Universidade do Arizona, medições detalhadas de trocas gasosas em mais de quinze espécies monocotiledôneas e dicotiledôneas relacionaram as diferenças de capacidade fotossintética à anatomia foliar.

Nas gramíneas tropicais milho, sorgo, cana-de-açúcar e grama-bermuda, e na dicotiledônea amaranto, as taxas eram de aproximadamente 38 a 40 μmol CO₂ m⁻² s⁻¹. Suas folhas tinham uma camada externa de células do mesófilo ao redor de células clorofiladas densamente agrupadas na bainha vascular. Gottlieb Haberlandt havia chamado essa disposição de anatomia Kranz no século XIX, ao estudar folhas de cana-de-açúcar.

As espécies de maior taxa fotossintética e anatomia Kranz não tinham fotorrespiração aparente, apresentavam ponto de compensação de CO₂ muito baixo, temperatura ótima elevada, resistência estomática alta e resistência do mesófilo baixa à difusão de gases, sem saturação sob luz solar plena. Essas espécies foram chamadas C₄ porque seus primeiros compostos estáveis de fixação de CO₂ sob luz, como malato e aspartato, têm quatro carbonos. As espécies sem anatomia Kranz, como algodão e girassol, foram chamadas C₃, pois seu primeiro composto estável é o PGA, de três carbonos. Com 1.000 ppm de CO₂ no ar das medições, plantas C₃ e C₄ apresentavam taxas semelhantes, próximas de 60 μmol CO₂ m⁻² s⁻¹, devido à supressão da fotorrespiração nas C₃.

A cristalização do centro de reação de uma bactéria púrpura por Hartmut Michel, em 1982, abriu caminho para a primeira estrutura de alta resolução de uma proteína integral de membrana. Publicada em 1985 por Michel, Johann Deisenhofer, Robert Huber e colaboradores, a estrutura revelou a disposição dos pigmentos e cofatores que conduzem a separação de cargas e a transferência de elétrons. O trabalho recebeu o Nobel de Química de 1988.

Trocas gasosas, fluorescência e isótopos

A eficiência das reações luminosas e da fixação do carbono pode ser medida separadamente, mas a relação entre as duas depende do destino do ATP, do NADPH e dos elétrons. As plantas C₃, por exemplo, podem utilizar o ATP e o NADPH produzidos nas reações luminosas na fixação de carbono ou na fotorrespiração. Os elétrons também podem seguir para outros aceptores finais. As medições precisam, por isso, distinguir condições com e sem fotorrespiração.

A fluorescência da clorofila informa quanto da energia absorvida pelo fotossistema II segue para a fotoquímica, volta como luz ou é dissipada como calor. Os analisadores de gás por infravermelho medem a diferença de CO₂ e vapor d'água entre o ar que entra e o que sai de uma câmara foliar. Um fluorímetro acoplado ao sistema de trocas gasosas relaciona o transporte de elétrons à assimilação líquida de carbono e à transpiração, sem chamar a fixação de carbono de "reação escura".

Os fluxos de assimilação de CO₂, A, e de transpiração, E, costumam ser expressos, respectivamente, em μmol CO₂ m⁻² s⁻¹ e mmol H₂O m⁻² s⁻¹. As concentrações dos gases aparecem em μmol mol⁻¹, valor numericamente equivalente a partes por milhão em ar seco, enquanto a pressão de vapor pode ser dada em kPa. Com os fluxos, a temperatura e a pressão do ar, a área foliar e a radiação fotossinteticamente ativa, PAR, o aparelho calcula a condutância estomática, g_s, e a concentração intercelular de CO₂, C_i.

Os parâmetros F_V/F_M e Y(II), também escrito ΔF/F_M', podem ser obtidos em poucos segundos. Essa rapidez permite comparar muitas folhas e localizar mudanças provocadas por excesso de luz, temperatura, falta de água ou outros fatores, desde que o resultado seja interpretado junto das condições da medição.

Os sistemas de trocas gasosas que controlam o CO₂ acima e abaixo da concentração ambiente produzem curvas A/C_i. Elas separam limitações ligadas à carboxilação, à regeneração de ribulose-1,5-bisfosfato e à difusão do CO₂, dentro dos limites do modelo usado.

A troca gasosa fornece C_i, a concentração de CO₂ nos espaços intercelulares, mas a RuBisCO recebe o gás no estroma do cloroplasto. A combinação com fluorescência pode estimar a condutância do mesófilo, g_m, e inferir C_c, a concentração junto ao local de carboxilação. Essas estimativas dependem de hipóteses sobre respiração, fotorrespiração, absorção da luz e transporte de elétrons, por isso C_c não é uma medida direta nem substitui C_i em todos os usos.

Medições de absorbância acompanham componentes da cadeia que não aparecem diretamente na fluorescência ou nas trocas gasosas. Mudanças de P700 informam o estado de oxirredução do centro de reação do fotossistema I. O sinal eletrocrômico entre 515 e 520 nm, chamado ECS ou P515, vem de pigmentos cujo espectro muda com o campo elétrico da membrana e permite estimar a força próton-motriz. Fluorescência, P700, ECS e trocas gasosas medem grandezas diferentes, que podem ser combinadas para estudar os fotossistemas, o rendimento quântico e a assimilação de CO₂.

Traçadores isotópicos acompanham a origem e o destino dos átomos durante a fotossíntese e nos sinais que ela deixa nas rochas. O oxigênio-18 confirmou que o O₂ liberado vem da água, e o carbono-14 permitiu reconstruir o ciclo de Calvin-Benson-Bassham. Razões entre isótopos estáveis de carbono ajudam a reconhecer modos de fixação e a investigar rochas antigas, mas não distinguem sozinhas a fotossíntese de outras formas de autotrofia.

Medição por sensoriamento remoto

Uma pequena fração da energia absorvida pela clorofila volta ao ambiente como fluorescência, e esse brilho muito fraco pode ser medido a distância. Instrumentos instalados em torres, aviões e satélites usam a fluorescência induzida pelo Sol, SIF, para estimar a atividade fotossintética de folhas, dosséis e regiões inteiras. O sinal depende também da estrutura da vegetação, da quantidade de clorofila e da passagem da luz pelo dossel, por isso sua conversão em produtividade exige modelos e medições complementares.

Fotossíntese artificial

Na fotossíntese artificial, catalisadores, semicondutores e moléculas que absorvem luz são combinados para separar cargas e armazenar a energia em ligações químicas. Esses sistemas podem oxidar água e produzir combustíveis, como hidrogênio ou compostos de carbono. O desafio inclui reunir absorção eficiente, catálise seletiva, estabilidade e baixo custo em um mesmo dispositivo.

Engenharia da fotossíntese em culturas agrícolas

A engenharia de culturas tenta reduzir perdas por fotorrespiração, acelerar a recuperação após mudanças de luz, ajustar proteínas dos fotossistemas e concentrar CO₂ perto da RuBisCO. Algumas intervenções elevaram biomassa ou rendimento em ensaios de campo, enquanto a instalação completa de vias C₄, carboxissomos ou pirenoides em plantas C₃ ainda exige mudanças coordenadas na anatomia, no transporte e na regulação celular.

Sistemas biomiméticos e complexos pigmento-proteína

Ao combinar pigmentos e proteínas de organismos diferentes, complexos artificiais podem captar faixas de luz que um único sistema não aproveitaria. Uma quimera de clorofila e bacterioclorofila reuniu as faixas de absorção da fotossíntese oxigênica e da anoxigênica e transferiu energia entre os dois conjuntos de pigmentos.

Nas células de Grätzel, corantes orgânicos absorvem luz e transferem elétrons a um semicondutor, em um princípio semelhante à separação de cargas da fotossíntese. O dispositivo, porém, gera corrente elétrica sem sintetizar substâncias.

Algas cultivadas em biorreatores, ou fotobiorreatores, incorporam CO₂ em biomassa que pode fornecer alimentos, ingredientes e combustíveis. O balanço líquido depende da energia usada para iluminação, mistura, bombeamento, colheita e secagem, além da origem dos nutrientes. Escalar o cultivo sem perder produtividade ainda limita muitas aplicações.

Fronteiras experimentais

Em linhagens de laboratório de Synechocystis, engenharia genética seguida de evolução adaptativa permitiu crescimento fotoautotrófico sem o fotossistema I. O resultado não altera o esquema geral da fotossíntese oxigênica nos organismos naturais, mas oferece um sistema experimental para investigar rotas alternativas de elétrons e a plasticidade metabólica das cianobactérias.

Manejo da luz em cultivos fechados

Em salas de cultivo e fazendas verticais, LEDs permitem controlar quanto tempo a planta recebe luz e quantos fótons de cada faixa do espectro chegam às folhas. Esse manejo afeta a taxa fotossintética e muda a forma como folhas e caules crescem. Embora luminárias com muito vermelho e uma parcela de azul convertam eletricidade em luz com boa eficiência, não existe uma mistura de cores ideal para todas as espécies e fases do cultivo. Fótons verdes alcançam camadas mais fundas da folhagem, enquanto o azul e o vermelho-distante também alteram o crescimento e a resposta ao sombreamento.

A iluminação pode mudar ao longo do dia conforme a fase de crescimento e, em estufas, completar apenas a luz solar que falta. O aumento de biomassa precisa compensar a eletricidade consumida pelas luminárias e pelos sistemas que retiram calor e umidade do ambiente. Esse gasto ainda pesa no custo e no balanço ambiental, por isso as fazendas verticais produzem um conjunto restrito de culturas, concentrado em hortaliças, ervas e alguns frutos.